Protokollmappe: 42 Versuche für den Biologieunterricht

Inhaltsverzeichnis

1. Protokoll – Einführung in die Ökologie
1.1 Einleitung
1.2 Versuch 1: Kohlenhydratbedarf beim Mehlwurm
1.2.1 Material
1.2.2 Durchführung
1.2.3 Ergebnisse
1.2.4 Diskussion
1.3 Versuch 2: Öffnungs- und Schließbewegungen (Thermonastien)
1.3.1 Material
1.3.2 Durchführung
1.3.3 Ergebnisse
1.3.4 Diskussion
1.4 Versuch 3, 4 und 5: Licht- u. Wärmeexperimente – Versuche mit Keimlingen
1.4.1 Material
1.4.2 Durchführung
1.4.3 Ergebnisse
1.4.5 Diskussion
1.5 Schulbezug

2. Protokoll - Photosynthese 1
2.1 Einleitung
2.2 Versuche: 1 (Gasentwicklung im Reagenzglas), 3 (CO2 Abhängigkeit im RG) und 4 (Lichtabhängigkeit im RG)
2.2.1 Material und Methoden
2.2.2 Ergebnisse
2.2.3 Diskussion
2.3 Versuch 2: Glimmspanprobe – Methode zum Sauerstoffnachweis bei der Photosynthese
2.3.1 Material und Methoden
2.3.2 Ergebnisse
2.3.3 Diskussion
2.4 Versuche 5 und 6: Stärke als Photosyntheseprodukt
2.4.1 Versuch 5: Material und Methoden
2.4.2 Ergebnisse
2.4.3 Versuch 6: Material und Methoden
2.4.4 Ergebnisse
2.4.5 Versuche 5 und 6: Diskussion
2.5 Schulbezug

3. Protokoll – Photosynthese II
3.1 Einleitung
3.2 Versuch 1: Fotosyntheserate bei unterschiedlichen Temperaturen
3.2.1 Material
3.2.3 Durchführung
3.2.4 Ergebnisse
3.2.5 Diskussion u. Fehlerbetrachtung
3.3 Versuch 2: Herstellung einer Rohchlorophylllösung
3.3.1 Materialien
3.3.2 Durchführung
3.3.4 Diskussion
3.4 Versuch 3: Papierchromatographie des Blattextraktes Versuch 4: „Säulenchromatographie“ mit Schulkreide
3.4.1 Material
3.4.2 Durchführung:
3.4.3 Ergebnisse
3.4.4 Diskussion
3.5 Schulbezug

4. Protokoll – Konsumenten 1
4.1 Einleitung
4.2 Material und Methoden
4.3 Ergebnisse
4.4 Diskussion
4.5 Schulbezug

5. Protokoll – Konsumenten II / Destruenten I
5.1 Einleitung
5.2 Versuch 1: Beobachtung von Asseln
5.2.1 Material und Methoden
5.2.2 Ergebnisse
5.3 Versuch 2: Bevorzugte Lebensräume der Assel
5.3.1 Material und Methoden
5.3.2 Ergebnisse
5.4 Versuch 3: Fressverhalten der Asseln
5.4.1 Material und Methoden
5.4.2 Ergebnisse
5.5. Diskussion
5.6 Schulbezug

6. Protokoll – Destruenten II
6.1 Einleitung
6.2 Versuch 1: Der äußere Körperbau
6.2.1 Material
6.2.2 Durchführung
6.2.3 Ergebnisse
6.2.4 Diskussion
6.3 Versuch 2: Fortbewegung des Regenwurms
6.3.1 Material
6.3.2 Durchführung
6.3.3 Ergebnisse
6.3.4 Diskussion und Fehlerbetrachtung
6.4 Versuche zur Sinnesleistung des Regenwurms
Versuch 3: Reaktion auf Berührung, Versuch 4: Reaktion auf Lichteinwirkung Versuch 5: Reaktion auf Säureeinwirkung, Versuch 6: Reaktion auf Salzeinwirkung
6.4.1 Material
6.4.2 Durchführung
6.4.3 Ergebnisse
6.4.3 Diskussion und Fehlerbetrachtung
6.5 Versuch 7: Der Regenwurm im Boden (Langzeitbeobachtung)
6.5.1 Material
6.5.2 Durchführung
6.5.3 Ergebnisse
6.5.4 Diskussion
6.6 Schulbezug

7. Protokoll – Bodenbiologie I
7.1 Einleitung
7.2 Versuch 1: Sedimentationsprobe von festen Bodenbestandteilen (Demonstrationsversuch)
7.2.1 Material
7.2.2 Durchführung
7.3.3 Ergebnis
7.3.4 Diskussion
7.3 Versuch 2: Luftgehalt einer Bodenprobe
7.3.1 Material
7.3.2 Durchführung
7.3.3 Ergebnisse
7.3.4 Diskussion und Fehlerbetrachtung
7.4 Versuch 3: Wasserhaltevermögen - Durchlässigkeit
7.4.1 Material
7.4.2 Durchführung
7.4.3 Ergebnisse
7.4.4 Diskussion
7.5 Versuch 4: Bestimmung des pH-Wertes des Bodens
7.5.1 Material
7.5.2 Durchführung
7.5.3 Ergebnisse
7.5.4 Diskussion
7.6 Versuch 5: Humusanteil im Boden (1)
7.6.1 Material
7.6.2 Durchführung
7.6.3 Ergebnisse
7.6.4 Diskussion und Fehlerbetrachtung
7.7 Versuch 6: Kalknachweis im Boden
7.7.1 Material
7.7.2 Durchführung
7.7.3 Ergebnisse
7.7.4 Diskussion
7.8 Versuch 7: Humusgehalt im Boden (2)
7.8.1 Material
7.8.2 Durchführung
7.8.3 Ergebnisse
7.8.4 Diskussion
7.9 Schulbezug

8. Protokoll – Bodenbiologie II /Synökolgie I
8.1 Einleitung
8.2 Versuch 1: Tiere im Waldboden
8.2.1 Material und Methoden
8.2.2 Ergebnisse
8.3. Versuch 2: Untersuchung von Tieren der Laubstreu
8.3.1 Material und Methoden
8.3.2 Ergebnisse
8.4 Versuch 3: Kleinlebewesen im Waldboden
8.4.1 Material und Methoden
8.4.2 Ergebnisse
8.5 Diskussion
8.6 Schulbezug

9. Protokoll – Destruenten II Mikrobiologie
9.1 Einleitung
9.2 Versuch 1: Ein Rezept für Joghurt
9.2.1 Material und Methoden
9.2.2 Ergebnisse
9.2.3 Diskussion
9.3 Versuch 2: Keime auf Münzen
9.3.1 Material und Methoden
9.3.2. Ergebnisse
9.4 Versuch 3: Keime in der Luft
9.4.1 Material und Methoden
9.4.2 Ergebnisse
9.5 Versuch 4: Keime vor und nach Hygienemaßnahmen
9.5.1 Material und Methoden
9.5.2 Ergebnisse
9.6 Versuch 5: Brotschimmel
9.6.1 Material und Methoden
9.6.2 Ergebnisse
9.6.3 Versuche 2, 3, 4 und 5 : Diskussion
9.7 Schulbezug

10. Protokoll – Aquatische Ökölogie I / SYNÖ II
10.1 Einleitung
10.2 Wasseranalyse
10.3.0 Einleitung
10.3.1 Material
10.3.2 Durchführung
10.3.3 Ergebnisse
10.3.4 Diskussion und Fehlerbetrachtung
10.4 Grobe Bestandsaufnahme der Pflanzen und Tiere des Teiches
10.4.1 Einleitung
10.4.2 Material
10.4.3 Durchführung
10.4.4 Ergebnisse
10.5.5 Diskussion
10.6 Schulbezug

11. Rohdatensammlung

12. Literatur- und Quellenverzeichnis

1. Protokoll– Einführung in die Ökologie

Wachstum und Entwicklung unter verschied. Bedingungen (Autökologie)

(Versuche zur Bewegung v. Pflanzen, Keimentwicklung, Insektenwachstum: Einfluss von Nährstoffen)

Abbildung in dieser Leseprobe nicht enthalten

1. Protokoll– Einführung in die Ökologie

Wachstum und Entwicklung unter verschied. Bedingungen (Autökologie)

(Versuche zur Bewegung v. Pflanzen, Keimentwicklung, Insektenwachstum: Einfluss von Nährstoffen)

1.1 Einleitung

Die Versuche der ersten Übung des Kurses befassen sich mit dem Einfluss verschiedener äußerer Faktoren auf ausgewählte Organismen. Anhand der folgenden Experimente soll der Begriff der Autökologie praktisch nachvollziehbar werden. Als Teilbereich der Ökologie befasst sich die Autökologie (auch Ökologie der Organismen) vereinfacht gesagt mit den Wechselwirkungen zwischen Organismus und Umwelt. Jeder Organismus ist bestimmten natürlichen (biotischen u. abiotischen), als auch anthropogenen Umweltfaktoren ausgesetzt.

Durch besondere Verhaltensweisen, sowie physiologische und morphologische Anpassungen reagieren die Organismen auf diese Umwelt. Die Toleranz, insbesondere der abiotischen Faktoren (z.B. Klima, Boden, etc.), bestimmt die Verbreitung der Arten. Je höher die Toleranzbreite einer Art, desto größer das potentielle Verbreitungsgebiet.

(CAMPELL & REECE 2003, 1310).
Im Folgenden sollen folgende Organismen und Faktoren untersucht werden:

1. Kohlenhydratbedarf beim Mehlwurm , 2. Öffnungs- und Schließbewegungen bei Tulpen in Abhängigkeit von der Temperatur, 3. Lichteinfluss bei der Bohnensamenkeimung, 4. Temperatureinfluss bei der Kressekeimung- u. wachstum, 5. Morphologie / Quellen des Feuerbohnensamens.

Mehlwürmer werden umgangssprachlich die Larven des Mehlkäfers (Tenebrio molitor) genannt. Dieser Käfer gehört zur Familie der Schwarzkäfer ( Tenebrionidae). Dieses Insekt kommt weltweit vor und tritt häufig als Kulturfolger des Menschen auf. Zur Nahrung dienen stärkehaltige Substanzen, auch andere Insekten. Im Versuch (1) soll der Einfluss der Nahrung auf Wachstum und Entwicklung der Larven untersucht werden. Es ist davon auszugehen, dass sich das Wachstum und die Entwicklung der Larven verringert, wenn der Anteil verwertbarer Nahrungsbestandteile sinkt.

Pflanzliche Organismen sind in der Regel ortsgebunden. Bewegungen laufen entweder autonom ab, oder aber sind Reizbewegungen, die von außen induziert sind. Letztere sollen beim Tulpenversuch (2) beobachtet werden. Tulpen (Tulipa, L.) gehören zur Familie der Liliengewächse (Liliaceae) und sind einkeimblättrig. Es ist davon auszugehen, dass sich die Blütenblätter bei steigender Temperatur öffnen. Beim Kresseversuch (4) soll ebenfalls der Temperatureinfluss untersucht werden. Die verwendete Gartenkresse (Lepidium sativum, L.) gehört zur den Kreuzblütlerartigen (Brasicales). Höhere Temperaturen führen vermutlich zu einem stärkeren Wachstum.

Bei der Bohnensamenkeimung (3) soll der Einfluss von Licht auf die Keimlinge untersucht werden. Die Feuerbohne (Phaseolus coccineus, L.) gehört zur Familie der Hülsenfrüchtler (Fabaceae). Die Gestalt und Quellung des Samens soll in (5) betrachtet werden.

1.2 Versuch 1: Kohlenhydratbedarf beim Mehlwurm

1.2.1 Material

6 Deckel bzw. Petrischalen (ca. 12 cm Durchmesser)

3 Pappstreifen (ca. 8 cm breit, die Länge muss in etwa dem Umfang der Schalen/Deckel entsprechen.) Vollkornmehl, Hefe, Casein

30 etwa gleich entwickelte (Gewicht, Größe, Beweglichkeit) Mehlkäferlaven

Feinwaage, Pinzette, Spatel

1.2.2 Durchführung

Es wurden von uns drei unterschiedliche Futteransätze vorbereitet. Ansatz A, B und C. Jeder Ansatz enthielt einen Futtergesamtanteil von 20g. Ansatz A bestand zu 95 Teilen (19g) aus Vollkornmehl und 5 Teilen Hefe (1g). Ansatz B bestand aus 50 Teilen Vollkornmehl (10g), 45 Teilen Casein (9g) und 5 Teilen Hefe (1g). Der letzte Ansatz C wurde von uns wie folgt angemischt: 95 Teile Casein ( 19g) und 5 Teile Hefe (1g).

Zum Abwiegen der Futterbestandteile wurde eine geeichte Feinwaage verwendet.

Nach dem Abwiegen wurden die trockenen Substanzen zu einem gleichmäßigen „Nahrungsmehl“ verrührt. Die Mischungen haben wir darauf in Petrischalen gefüllt, die wir vorher mit Distanzstreifen aus Pappe ausgerüstet hatten. Die Beschriftung erfolgte analog zu den verwendeten Ansätzen mit A, B und C.

Nun wurden von uns jeweils etwa 10 gleich vitale Mehlkäferlarven mittleren Entwicklungsstadiums ausgewählt, verwogen und in die vorbereiteten Behälter gesetzt.

Die Behälter haben wir anschließend mit den restlichen Petrischalen verschlossen und bei Raumtemperatur (ca. 20 Grad Celsius) in einem Pappkarton gelagert. Das Gewicht der Mehlkäferlarven wurde im wöchentlichen Rhythmus am 14.04.09, 21.04.09, 28.04.09, 05.05.09 und letztmalig am 11.05.09 ermittelt.

1.2.3 Ergebnisse

Zu Beginn des Versuches lag das ermittelte Durchschnittsgewicht einer Larve bei etwa 0,115 Gramm. In den drei Ansätzen kamen 30 Larven mit einem Gesamtgewicht von 3,46 Gramm zum Einsatz. Das folgende Diagramm veranschaulicht die Ergebnisse der von uns durchgeführten Gewichtsmessungen. Dargestellt ist das Durchschnittsgewicht pro Larve in Gramm (y-Achse) und das Datum der jeweiligen Messung (x-Achse). Die Versuchsgruppen sind weiterhin mit A, B und C gekennzeichnet.

Tabelle 1: Gewichtsentwicklung der Mehlwurmlaven

Abbildung in dieser Leseprobe nicht enthalten

Neben den Gewichtsveränderungen ließen sich noch weitere Beobachtungen anstellen, die jedoch nicht primär Gegenstand dieses Versuches waren: In Gruppe A und B kam es früher zur Verpuppung der Larven. Darüber hinaus sind im Verlauf des Versuches Käfer / Larven aus den Behältern entkommen. Es ist auch nicht auszuschließen, dass sich einige Tiere gegenseitig aufgefressen haben.

1.2.4 Diskussion

Die meisten Insektenarten haben während ihrer Entwicklung einen hohen Bedarf an Kohlenhydraten. Bei Mehlkäfern ist dies nicht anders. In diesem Versuch werden Mehlkäfer mit drei verschiedenen Futterzusammensetzungen gefüttert, die sich in ihrem Kohlenhydratgehalt unterscheiden. Vollkornmehl ist ein Getreideprodukt aus Roggen, Gerste, Weizen, Hafer und Dinkel. Der Hauptbestandteil ist Stärke. Casein ist ein grobflockiges, gerinnendes Protein und die wichtigste Eiweißart der Milch. Hefe ist ein einzelliger Sprosspilz, der überwiegend aus Proteinen besteht.

Unsere Ergebnisse zeigen, dass die Larven mit der Futtermischung A am meisten Gewicht zulegen, gefolgt von der Mischung B. Bei der Sorte C, die fast ausschließlich aus Proteinen besteht, überleben die Larven zwar, eine Gewichtszunahme ist jedoch nicht zu beobachten. Untersuchungen haben gezeigt, dass der Mindestbedarf an Kohlenhydraten bei etwa 40 % der Futtermenge liegt. Dies ist nur bei Probe A u. B gegeben und unsere Hypothese somit bestätigt. Auffällig ist jedoch, dass sich im weiteren Versuchsverlauf (ab 05.05.09) Probe B u. C deutlich annähern. Da in Probe B der Kohlenhydratanteil jedoch über 40 % liegt, ist dieses Ergebnis hiermit nicht erklärbar. Es gab jedoch bei der Messung im Laufe der Zeit Schwierigkeiten, da ein Großteil der Larven die Metamorphose bereits abgeschlossen hatte und die Stichprobe so immer kleiner wurde. Das Fehlen von einer Larve am letzten Messtag könnte drauf zurückzuführen sein, dass diese von den anderen auf Grund des Nährstoffmangels gefressen wurde.

1.3 Versuch 2: Öffnungs- und Schließbewegungen (Thermonastien)

1.3.1 Material

2 Tulpen

Küchentücher, Wasser

Kühl- und Wärmeschrank

1.3.2 Durchführung

Wir haben das Küchenpapier mit Wasser gut angefeuchtet und die Stängel der Tulpen damit umwickelt, so dass die Schnittstellen feuchtgehalten wurden. Eine Tulpe haben wir dann in den Wärmeschrank (eingestellt auf 28 Grad Celsius) gelegt, die andere in den Kühlschrank (5 Grad Clesius). Der Versuch wurde um 8:55 begonnen. Bis 11:30 gab es keine signifikante Veränderung, daher wurde die Temperatur im Wärmeschrank auf 40° C erhöht. Versuchsende war 13:00 Uhr.

1.3.3 Ergebnisse

Die Tulpe im Kühlschrank hat sich nicht verändert. Die Blüte des Exemplars im Wärmeschrank hat sich hingegen leicht geöffnet.

1.3.4 Diskussion und Fehlerbetrachtung

Die Öffnungsweite der Tulpenblüte ist vom abiotischen Umgebungsreiz „Wärme“ abhängig. Dieses Phänomen kann bei vielen Schnittblumen beobachtet werden. Die dazu nötige Bewegung der Blütenblätter geht auf eine Veränderung des Turgors (Zelldruck) zurück. Man spricht daher auch von Turgorbewegungen. Die Bewegung ist von der Richtung des steuernden Signals unabhängig und wird daher als Nastie (genauer Termonastie) bezeichnet (vgl. Script). Gesteuert werden die Änderungen des Zelldruckes durch den Ein- bzw. Ausstrom von Calcium- und Kaliumionen aus / in die Zelle. Ist der Ionengehalt in der Zelle hoch, so wird Wasser auf osmotischem Weg nachgezogen und der Turgor steigt entsprechend (KUTSCHERA 2002, 294). Der Zellsaft drückt dann auf die Zellwände und es kommt schließlich zu den beobachteten Bewegungen.

In der natürlichen Umgebung ist diese Reaktion der Pflanze sinnvoll, da die meisten Bestäuberinsekten nur bei ausreichend Wärme aktiv werden und so außerdem die empfindlichen Sexualorgange durch die geschlossenen Kronblätter vor ungünstiger Witterung geschützt bleiben. Besonders Frühlingsblüher (z.B. Tulpe, Krokus) zeigen dieses temperaturabhängige Öffnungsverhalten der Blüten (à Nächte teils noch sehr kalt.). Das späte und erst bei 40° C einsetzende Öffnen unserer Tulpenblüten kann auf eine vorausgegangene sehr kalte Lagerung der Blüten hindeuten (RGT-Regel, Blattbewegung ist ein aktiver Vorgang der Pflanze), oder auch zuchtbedingte Ursachen haben.

1.4 Versuch 3, 4 und 5: Licht- u. Wärmeexperimente – Versuche mit Keimlingen

1.4.1 Material

für Versuch 3: für Versuch 4: für Versuch 5:

20 Feuerbohnensamen Kressesamen Feuerbohnensamen

Wasser, Küchenpapier Blumenerde Wasser, Becherglas

Fließpapier Pflanzentöpfchen Waage

2 Bechergläser Thermometer

Wasser

1.4.2 Durchführung

zu Versuch 3:

Es wurden etwa 20 Bohnen zwei Stunden lang in Wasser eingeweicht und auf feuchtes Küchenpapier gelegt. Die Keimlinge sollten etwa eine Woche lang wachsen. Dazu musste das Papier ständig feucht gehalten werden, damit die Wurzelhaare nicht austrocknen. Nach erfolgter Keimung wurden von uns 10 gleich entwickelte Keimlinge separiert und jeweils fünf davon in doppelt gefaltetes Fließpapier eingerollt. Dabei zeigten die Wurzeln nach unten die Sprosse aufrecht nach oben. Diese Rollen wurden aufrecht in Gläser gestellt. Eines wurde in heller Umgebung belassen, das andere völlig abgedunkelt aufbewahrt. Nach einer Woche wurden die Rollen abgewickelt und die Ergebnisse verglichen.

Zu Versuch 4:

Es wurden zwei Töpfchen mit Blumenerde befüllt und mit Wasser befeuchtet.

Anschließend wurde etwa die selbe Menge Kressesamen darauf gestreut. Anschließend wurde ein Topf im Labor am Fenster platziert und der andere im Gewächshaus des Fachbereiches. An fünf Tagen erfolgten Temperaturmessungen. Die Ergebnisse wurden in einer Tabelle festgehalten. Am 15.04.09 wurde der Versuch abgeschlossen und zusätzlich die Wuchshöhe der beiden Proben ermittelt.

zu Versuch 5:

Es wurden Feuerbohnen gewählt, da diese auf Grund ihrer Größe gut sichtbare Strukturen bieten. Die Bohnen wurden von uns vor Versuchsbeginn gründlich äußerlich betrachtet und untersucht. 10 Bohnensamen wurden anschließend gewogen. Anschießend wurden die Bohnen in ein Becherglas mit Wasser gelegt und am nächsten Tag erneut gewogen und mit trockenen Bohnen verglichen. Eine eingeweichte Bohne wurde vorsichtig zerteilt. Abschließend erstellten wir eine Zeichnung zur Ergebnissicherung.

1.4.3 Ergebnisse

zu Versuch 3:

Auf Grund der heißen Wetterlage in der Woche der Versuchsdurchführung konnten leider keine signifikanten Ergebnisse erzielt werden. Wie photografisch dokumentiert sind die Keimlinge teilweise abgestorben bzw. schlecht entwickelt (siehe Abb. 1).

Abbildung in dieser Leseprobe nicht enthalten

Abb. Nr. 1: Feuerbohnenkeimlinge nach einer Woche Keimung. Aufgenommen am 14.4. mit der Digitalkamera des Instituts. Fotograf unbekannt.

Zu Versuch 4: Die Ergebnisse der Temperaturmessung werden in folgenden Tabellen jeweils für das Labor und das Gewächshaus getrennt dargestellt.

Tabelle 2: Temperaturmessung Kresseversuch Labor

Abbildung in dieser Leseprobe nicht enthalten

Tabelle 3: Temperaturmessung Kresseversuch Gewächshaus

Abbildung in dieser Leseprobe nicht enthalten

Die Durchschnittstemperatur beträgt im Labor etwa 24,44 Grad Celsius.

Im Gewächshaus wurde eine Durchschnittstemperatur von 27, 88 Grad ermittelt. Die Ermittlung der Wuchshöhe der Kresseansätze am 15.04.09 ergibt folgendes Ergebnis:

Im Labor haben die Kressekeimlinge eine Höhe von 6,2 cm erreicht, im Gewächshaus hingegen 7,9 cm.

zu Versuch 5:

Die Bohnensamen hatten eine glatte, trockene und feste Oberfläche. Sie fühlten sich wie gewachst an. An der eingebogenen Seite war ein heller Fleck zu erkennen. Nachdem wir die Bohnen für 18 Stunden im Wasser belassen hatten, fühlten sie sich weich an und waren deutlich elastischer. Außerdem haben sie an Dicke, Länge, Umfang (Volumen) und Gewicht zugenommen. Das Gewicht von 10 Bohnen vor dem Einweichen betrug 12,3 Gramm. Nach 18 Stunden im Wasser betrug ihr Gewicht dagegen 26,6 Gramm. Das Gewicht hat sich also mehr als verdoppelt.

Abb. Nr. 2: Skizze des aufgeklappten Feuerbohnensamens (Autor: Hendrik Beyer)

Abbildung in dieser Leseprobe nicht enthalten

1.4.5 Diskussion

zu Versuch 3:

Wie bereits erwähnt führte dieser Versuch zu keinen signifikanten Ergebnissen. Die Keimung der Bohnensamen verlief nicht wie gewünscht. Dies ist wohl auf einen Wassermangel während der Keimung zurückzuführen. Die feinen Wurzelhaare reagieren höchst empfindlich auf Trockenheit und sterben dann umgehend ab. Dadurch kann der Spross nicht mehr ausreichend mit Wasser versorgt werden. Siehe dazu auch Abbildung 1.

Aus diesem Grund konnte der eigentliche Hauptteil des Versuchs zum Lichteinfluss beim Sprosswachstum nicht durchgeführt werden. Meine Hypothese wäre jedoch, dass die Sprosse bei Lichtmangel ein stärkeres Längenwachstum aufweisen und im Gegensatz zu den belichteten Exemplaren deutlich blasser und schlechter entwickelt erscheinen. Die beginnende Keimung der Samen läuft noch unabhängig vom Licht ab. Der Samen nimmt Wasser auf und der Embryo setzt sog. Gibberelline (Phytohormone) frei. Dies ist das Signal, die Keimruhe zu unterbrechen und auszukeimen. Gleichzeitig wird die Ausschüttung von Enzymen angeregt, die den Abbau der Reservestoffe des Samens anregen und den Keimling in den ersten Wachstumsphasen versorgen.(CAMPBELL & REECE 2003 , 973). Unter Lichteinfluss beginnt dann bald die sog. Fotomorphogenese, sprich die Gestaltwandlung der Keims unter Lichteinfluss hin zur ausgewachsenen Pflanze. Dabei sind Fotorezeptoren beteiligt. Bleibt die Belichtung unter Laborbedingungen aus, kommt es zur sog. Skotomorphogenese und der Ausbildung der typischen Merkmale des Etiolements: z.B. langgezogener Spross, Fehlen der Fotosynthesepigmente, etc. (WISSENSCHAFT ONLINE. Kompaktlexikon der Biologie). Dies ist auch für unsere Feuerbohnenkeimlinge zu erwarten. Der Keimling reagiert auf des Fehlen des abiotischen Umweltfaktors „Licht“ vor allem mit Längenwachstum, da so für ihn die Möglichkeit besteht, höher gelegene belichtete Stellen zu erreichen. Unter natürlichen Bedingungen ist der Samen unter Umständen von Laub und Erde bedeckt und muss sich erst nach oben „durcharbeiten“. Die im Samen gespeicherten Nährstoffe ermöglichen dieses Wachstum in einem begrenzten Umfang, ohne dass der Keimling selbst Fotosynthese betreiben muss.

Zu Versuch 4:

Aus unseren Messungen lässt sich die Hypothese ableiten, dass Kresse bei höheren Temperaturen besser keimt und wächst. Einschränkend muss jedoch hinzugefügt werden, dass im Versuch mehrere Parameter variiert wurden. So herrschte im Gewächshaus nicht nur eine höhere Durchschnittstemperatur, sondern auch die Temperaturschwankungen waren hier deutlich größer. Am 07.04.09 Temperaturen herrschten zwischen 14 und 50 Grad Celsius. Es ist überdies anzunehmen, dass auch im Bezug auf Lichteinfall und Luftfeuchtigkeit deutliche Unterschiede herrschen.

Die von mir aufgestellte Hypothese kann durch diesen Versuchsaufbau also nur begrenzt bestätigt werden. Die anderen Faktoren könnten ebenso Einfluss auf das Wachstum der Kresse genommen haben. Grundsätzlich besagt die sog. RGT-Regel, dass bei einer Temperaturzunahme von 10 °C die Reaktionsgeschwindigkeit Enzym-Katalysierter Reaktionen um das 2-3 fache zunimmt (LINDNER 1989, 119).Dies gilt natürlich auch für unsere Kressekeime. Die Fotosynthese liefert die für Wachstum benötigte Energie auf Aufbaustoffe. Ab einer Temperatur von 50 Grad beginnen jedoch die bei der Fotosynthese beteiligen Enzyme (Eiweiße) ihre Struktur zu verändern und die Reaktionen kommen schlagartig zum Erliegen. Der Steigerungsrate gemäß RGT-Regel sind also natürliche Grenzen gesetzt (siehe Tabelle 4).

Tabelle 4: Fotosyntheseleistung in Abhängigkeit von der Temperatur

Abbildung in dieser Leseprobe nicht enthalten

Quelle: http://www.zum.de/Faecher/Materialien/beck/bilder/Temp1.gif

zu Versuch 5:

Die Samen nehmen Wasser auf, man spricht hierbei von auch von quellen.

Im Samen befindet sich der Embryo als unterentwickelte, junge Pflanze umgeben von

einer festen, schützenden Samenschale (Testa). Der Embryo zeigt bereits eine Gliederung in Keimspross (Plumula), Keimwurzel(Radicula) und Keimblätter (Kotyledonen). Im aufgequollenen Zustand sind alle Bestandteile auch mit bloßem Auge gut erkennbar. In den Keimblättern bzw. Nährgewebe (Endosperm) sind Nährstoffe (Eiweiße, Fette, Kohlenhydrate) gespeichert, die den Keimling während der ersten Phase seiner Entwicklung versorgen, ehe er sich autotroph ernähern kann (Samenaufbau siehe Abb. Nr. 2). Die Wasseraufnahme wird bedingt durch Osmose und erfolgt durch den hellen Fleck auf der eingebogenen Seite der Bohne, der auch Nabel genannt wird. Die Quellung stellt bei vielen Samen den ersten Schritt der Keimung dar. Bei Kontakt mit dem abiotischen Faktor Wasser beendet der Embryo seine sog. Keimruhe (Dormanz). Dabei werden zuerst die in den Keimblättern enthaltenen Vorratsstoffe enzymatisch abgebaut und zur den Wachstumszonen des Embryos transportiert (CAMBPELL & REECE 2003, 950). Die Dormanz stellt sicher, dass die Keimung des Samens erst dann erfolgt, wenn günstige äußere Bedingungen für das Wachstum der jungen Pflanze herrschen und ist somit eine Anpassung der Feuerbohne an ihre Umwelt.

1.5 Schulbezug

Die hier beschriebenen Versuche eignen sich hervorragend für den Einsatz in der Schule. Den Schülerinnen und Schülern kann vor Augen geführt werden, dass in der Natur alle Organismen (Pflanzen und Tiere) in einem ständigen Wechselspiel mit ihrer Umwelt stehen. Im einfach umzusetzenden Tulpenversuch können bereits Grundschüler erkennen, dass auch Pflanzen zu Bewegungen fähig sind und das diese in bestimmten Bahnen äußeren Einflüssen folgen. Auch die Untersuchung von Feuerbohnensamen bietet sich bereits in der Grundschule an. Die Samen sind groß, fühlen sich interessant an und können mit einfachsten Mitteln zum Keimen gebracht werden. Gleiches gilt für die Kresse. Diese kann von den Schülern nach Versuchsende auch zum Essen genutzt werden und bietet Anknüpfungspunkte zum Thema Ernährung.

Die Langzeitversuche würde ich jedoch eher in höheren Klassen zum Einsatz bringen. Insbesondere der Mehlwurmversuch erfordert ein hohes Maß an Verantwortung, da die Schüler hier mit lebenden Tieren umgehen müssen. Dieses Bewusstsein muss im Vorfeld aufgebaut und geschult werden. Insbesondere der mögliche Kannibalismus kann unter den Schülern Ekelgefühle hervorrufen, die es abzubauen gilt. Das Thema Entwicklung von Insekten und der Einfluss des biotischen Faktors Nahrung ist es aber auf jeden Fall wert, sich auch praktisch mit diesem Thema auseinanderzusetzen.

Der Keimungsversuch unter Variation des Faktors Licht erfordert insbesondere bei warmen Außentemperaturen in der Durchführung und Vorbereitung viel Disziplin. Hier muss aus meiner Sicht wohl der Lehrer in Vorleistung gehen und die Keimlinge „rund um die Uhr“ betreuen. Ist man dazu nicht bereit, würde ich diese Versuche eventuell in dieser Form nicht in der Klasse durchführen.

2. Protokoll - Photosynthese 1

Grundlagen der Photosynthese- Produzenten (Photoautotrophie)

(Versuche zum Gasnachweis, CO² - Einfluß, Lichtabhängigkeit I)

Abbildung in dieser Leseprobe nicht enthalten

2. Protokoll - Photosynthese 1

Grundlagen der Photosynthese- Produzenten (Photoautotrophie)

(Versuche zum Gasnachweis, CO² - Einfluß, Lichtabhängigkeit I)

2.1 Einleitung

In unserer heutigen Übung geht es um den Nachweis der Photosynthese. Dieser grundlegende Stoffwechselprozess ist lebenswichtig für die Biosphäre, denn sie ernährt fast die gesamte Welt des Lebendigen. Dieses geschieht über eine autotrophe (autos=selbst, trophos=Nahrung) Ernährung, wie bei den Pflanzen, oder die heterotrophe (hetero=anders, fremd) Ernährung, die zum Beispiel bei den Tieren, den Pilzen oder den meisten Bakterien stattfindet (Campbell, N.A, Jane B. Reece, Jürgen Markl (Hg.), 2006, S.210)

Auf der Erde werden jährlich 150 Milliarden Tonnen Kohlenhydrate durch Photosynthese erzeugt. Auch schon ein einzelner Laubbaum kann jeden Tag 12 kg Kohlenhydrate und 9000 Liter Sauerstoff erzeugen.(Hafner, Prof. Dr. Lutz, et.al., 2002, S. 70)

Als Ziele unserer Versuche gilt es nachzuweisen, das Pflanzen als Primärproduzent Kohlendioxid aus der Luft aufnehmen und mit Hilfe von Wasser Glucose aufbauen, wobei Sauerstoff abgegeben wird. Diese Abgabe soll im Versuch sichtbar gemacht werden. Die Abhängigkeit von Photosyntheseleistung und dem darauf folgendem Aufbau von Stärke ist außerdem in einem Versuch nachzuweisen.

2.2 Versuche: 1 (Gasentwicklung im Reagenzglas), 3 (CO2 Abhängigkeit im RG) und 4 (Lichtabhängigkeit im RG)

2.2.1 Material und Methoden

Als Materialien wurden 3 Reagenzgläser, ein Reagenzglasgestell, eine Stoppuhr, eine Lampe, ein Lineal, ein Stativ mit Stativklemme, 3 circa 8 cm lange Triebe Wasserpest (z.B. Elodea), ein Strohhalm und circa 100 ml Leitungswasser, destilliertes Wasser sowie Mineralwasser benötigt.

Dieser Versuch wurde in 2 -er Gruppen durchgeführt. Bei Versuch 1 und 3 wurden das Leitungswasser, das destillierte Wasser sowie das Mineralwasser nacheinander in die Reagenzgläser gefüllt, und der Trieb der Wasserpest mit der Unterseite zuerst in die jeweiligen Flüssigkeiten gegeben. Dies war zu beachten, da der zu beobachtende Gasaustausch über die Spaltöffnungen der Pflanze erfolgt. Diese liegen auf der Blattunterseite. So wird ermöglicht, das der gebildete Sauerstoff gleich nach oben aufsteigen kann und sich nicht unter den Blättern ansammelt. Im Reagenzglas sollte außerdem noch eine Wasserabdeckung von 2 cm vorhanden sein.

Nun wurde von den Gruppenmitgliedern nacheinander die Photosynthesereaktion der Pflanze auf alle der 3 Flüssigkeiten einzeln beobachtet und dokumentiert. (siehe Abb.1) Um möglichst optimale Lichtverhältnisse für den Vorgang zu haben, wurden die RG im Gestell an ein Fenster gestellt.

Einer der beiden Gruppenmitglieder stoppte nun die Zeit, während der andere das RG beobachtete, bis es dort mit der zu beobachtenden Flüssigkeit (z.B. destilliertem Wasser) zur regelmäßigen Bläschenbildung kam. Diesen Zeitraum galt es zu notieren. Ab dem Zeitpunkt der regelmäßigen Bläschenbildung wurde dann 1 min. die Zeit gestoppt und beobachtet, wie viele Bläschen innerhalb dieser Zeit aufstiegen.

Dieser Vorgang wurde nun auch mit den beiden anderen Flüssigkeiten durchgeführt.

Den Strohhalm konnte man bei diesem Versuch zum Nachweis vom Sauerstoffausstoß der Pflanze verwenden, indem man Atemluft in das Wasser hineinblies und die Pflanze so auch Sauerstoffbläschen abgab.

Abbildung in dieser Leseprobe nicht enthalten

Abb. 1: RG mit Wasserpest gefüllt mit Leitungswasser, destilliertem Wasser und Mineralwasser

Bei dem 4. Versuch (Lichtabhängigkeit im RG) wurde dann das mit dem Leitungswasser und Wasserpest gefüllte RG mit einer Stativklemme an einem Stativ befestigt. Eine Lichtquelle wurde 30 cm von dem RG aufgestellt, wobei man für die genaue Entfernung ein Lineal hinzuzog. (siehe Abb.2) Nun wurde wieder von einem Gruppenmitglied die Zeit gestoppt, diesmal 3 min., wobei wieder die Anzahl der Bläschen gezählt wurde.

Danach wurde die Lichtquelle auf lediglich 15 cm Entfernung aufgestellt und wiederum die Zeit (3 min.) gestoppt und die Anzahl der aufsteigenden Bläschen gezählt.

Abbildung in dieser Leseprobe nicht enthalten

Abb. 2: Lichtquelle mit RG im Stativ

2.2.2 Ergebnisse

Die Versuche mit der Wasserpest, welche im Leitungswasser oder im destilliertem Wasser lag, wiesen eine sehr geringe Bläschenproduktion auf. Die Wasserpest, die sich im Mineralwasser befand, wies eine höhere Anzahl der Bläschen auf, verglichen mit den Werten des Leitungs- und destilliertem Wasser. (siehe Tabelle 1)

Tabelle 1: Zeit und Anzahl der Bläschenproduktion beim Wasser

Abbildung in dieser Leseprobe nicht enthalten

Die Bläschenbildung der Wasserpest im Leitungswasser stieg an, sobald eine Lichtquelle hinzugefügt wurde. Wie man in der Tabelle 2 sehen kann, stieg die Anzahl der Bläschen von 21, bei einer Entfernung von 30 cm des Reagenzglas mit der Wasserpest zum Licht, auf 56 Bläschen, bei der Entfernung von 15 cm vom RG zum Licht.

Tabelle 2: Bläschenbildung im Leitungswasser bei unterschiedlicher Lichteinwirkung

Abbildung in dieser Leseprobe nicht enthalten

2.2.3 Diskussion

Pflanzen, wie zum Beispiel die Wasserpest sind wie bereits erwähnt, autotroph. Dies bedeutet, das sie ihre organischen Moleküle aus anorganischen Rohstoffen aus der Umwelt beziehen, weshalb man sie auch als Primärproduzenten bezeichnet.

Genauer beschrieben werden sie als photoautotroph, denn sie nutzen Licht als Energiequelle für die Synthese ihrer organischen Moleküle wie den Kohlenhydraten, Lipiden und Proteinen.

Die Photosynthese findet auf dem Blatt, genauer gesagt in den dort zu hunderttausenden vorhandenen Chloroplasten statt. In den Chloroplasten befindet sich das gründe Pigment Chlorophyll, welches die Lichtenergie absorbiert. Mit hilfe der Chloroplasten produzieren sie dann aus Kohlendioxid und Wasser organisches Material und Sauerstoff. Die Reaktionsgleichung der Photosynthese sieht folgendermaßen aus:

6 CO2 + 12 H2O + Lichtenergie → C6H12O6 + 6 O2 + 6 H2O

Die Photosynthese besteht aus 2 Vorgängen, dem Phototeil (der Abschnitt der Lichtreaktionen) und dem Synthese-Teil (dem Abschnitt des Calvin-Zyklus).

Abbildung in dieser Leseprobe nicht enthalten

Abb. 3: das Zusammenspiel von Photo- und Syntheseteil bei der Photosynthese

(http://static.iq.lycos.de/data/de/d16/41/d1641afabc4d7f1047db058bbe192886_1.jpg)

Die Lichtreaktionen finden in den Thylakoidmembranen des Chloroplast statt, der Calvin-Cyklus dagegen im Stroma. Wie man auf der Abbildung 3 erkennen kann, wird Licht absorbiert. Durch die Lichtreaktionen wird die Sonnenenergie in chemische Energie umgewandelt, was heißt das NADP+ zu NADPH abgebaut wird und ADP zu ATP. Bei diesem chemischen Vorgang wird Wasser gespalten und es entsteht Sauerstoff, der als Abfallprodukt wieder abgegeben wird.

Im Calvin –Zyklus, benannt nach Melvin Calvin, wird zunächst, wie man es in Abbildung 3 sieht, Kohlendioxid aus der Luft aufgenommen. Dieser wird zur Synthese von Zuckern benötigt. Dabei wird ATP zu ADP reduziert und NADPH zu NADP+ oxidiert. Das ADP und NADP+ muss dann wiederum in der Lichtreaktion zu ATP-um Kohlendioxid zu Kohlenhydraten umzusetzen- und NADPH aufgebaut werden. (Biologie Pocket Teacher Abi, Kleesattel, W., 2007, S. 57)

Diese Vorgänge sind nun auch auf unsere Versuche zu übertragen.

In den Reagenzgläsern, in denen die Wasserpest im destillierten Wasser oder im Leitungswasser liegt, lässt sich eine geringere Menge an O2 Bläschen feststellen, als im Reagenzglas mit enthaltenem Mineralwasser. Dies ist so zu erklären, das das Wasser aus den ersten beiden RG weniger CO2 enthält als das Mineralwasser. Durch die niedrigere Menge an CO2 findet der gesamte Photosynthesevorgang mit den bereits beschriebenen Reaktionen mit geringerem Stoffab -und aufbau statt. Da die gesamten Vorgänge in der Photosynthese in einem Kreislauf stattfinden, bewirkt die CO2 Menge demnach eine weniger ausgeprägte Abgabe an O2. Diese erkennt man an der Bläschenbildung an der Pflanze im RG. Bläst man allerdings mit dem Strohhalm in das destillierte Wasser und das Leitungswasser, findet durch das in unserer Atemluft enthaltene CO2 eine erhöhte CO2 Aufnahme in den Calvin-Zyklus statt. Dies wirkt sich auch auf den O2 Ausstoß aus, der erhöht wird, was bedeutet, mehr Bläschen werden aus der Pflanze aufsteigen.

Im Reagenzglas mit Mineralwasser liegt eine höhere Bläschenbildung vor als bei den eben beschriebenen RG. Dies liegt an dem im Mineralwasser erhöhtem Anteil an CO2, wodurch Reaktionen der Photosynthese möglich gemacht werden und letztendlich O2 als Abfallprodukt abgesondert wird. Allerdings ist hier als Fehlerquelle zu erwähnen, das die CO2 Bläschen schlecht von den O2 Bläschen auseinander zu halten sind. Dies liegt daran, das die CO2 Bläschen, welche im Mineralwasser die Kohlensäure bilden, das Wasser zum sprudeln bringen, und so stetig Bläschen empor steigen.

Im Versuch 4 stieg die Anzahl der O2 Bläschen, je näher wir das Reagenzglas an die Lichtquelle führten. So kann man erkennen, das die Photosyntheseleistung bei konstanter Temperatur mit der Lichtintensität zunimmt. Es gibt allerdings einen Punkt, an dem die Lichtsättigung erreicht ist. Wann er erreicht ist, hängt von der Pflanzenart ab, man unterscheidet hier Sonnen- und Schattenpflanzen.

Durch das näherbringen der Lichtquelle erhöht sich wie gesagt die Photosyntheseleistung. Der Kreislauf findet im erhöhten Maße statt, da eine stärkere Lichtreaktion ermöglicht wird, was die gesamten Licht- und Dunkelreaktionen verstärkt. Dies bedeutet, das mehr Sauerstoff als Abfallprodukt ausgeschieden wird, welche als Bläschen, die aus den Blättern der Pflanze aufsteigen, zu erkennen sind.

Bei der Änderung der Entfernung der Lichtquelle von 30 cm auf 15 cm erkennt man nach Beobachtung wiederum einen rasanten Anstieg der regelmäßigen Bläschenbildung. Dies bedeutet, das die erhöhte Lichtintensität die Photosyntheseleistung wieder steigen lässt und mehr Sauerstoff als Abfallprodukt abgegeben wird.

So zeigt sich, das Pflanzen photoautotroph sind, und mit Hilfe des Lichtes als Energiequelle aus CO2 – O2 produzieren.

2.3 Versuch 2: Glimmspanprobe – Methode zum Sauerstoffnachweis bei der Photosynthese

2.3.1 Material und Methoden

Dieser Versuch wurde vor dem gesamtem Kurs von 3 Studenten ausgeführt. Für den Versuch der Glimmspannprobe wurden folgende Materialien verwendet: Stativ, Stativklemme, Trichter, Becherglas, Reagenzglas, Streichhölzer, Holzspan, Rohr, ein Bündel Wasserpest-Sprossen, Wasser. In dem Becherglas, welches mit Wasser gefüllt war, wurde ein Bündel mit Wasserpest-Sprossen gesetzt. Darüber wurde ein Trichter verkehrt herum gestülpt. Dieser wurde mit dem Ende eines Rohrs verbunden, welches in das aufgestellte Stativ geklemmt wurde.

Das Wasser im Trichter musste niedriger sein als außerhalb im Becherglas, damit sich genügend Druck aufbauen konnte und das Gas (Sauerstoff) nach oben strömen konnte.

Der Trichter war mit einem Hahn versehen, welcher auf- und zugedreht werden konnte. So konnte die Sauerstoffzufuhr geregelt werden. Der Hahn wurde nun geöffnet, sodass das Wasser bis zum Hahn angesogen wurde. Danach wurde der Hahn wieder verschlossen. Sobald sich nun Sauerstoffbläschen bildeten, konnten diese also bis zum Hahn wandern und sich dort sammeln.

Um die Probe durchzuführen, wurden wie gesagt 3 Studenten für die Durchführung benötigt. Der erste, Gunnar, öffnete den Hahn, sodass das Gas weiter nach oben strömen konnte. Die 2. Studentin, Eva, die derweil ein Reagenzglas mit Hilfe einer Klammer über das Rohr hielt, fing das Gas damit auf. Sie hob dann das Reagenzglas nach oben, sodass die 3. Studentin, Stefani den glimmerten Holzspan in das RG mit dem gesammelten Sauerstoff halten konnte und eine Reaktion des Gases mit dem glimmenden Holzspan beobachtet werden konnte. (siehe Abb.4)

Abbildung in dieser Leseprobe nicht enthalten

Abb. 4: Versuch der Glimmspanprobe

2.3.2 Ergebnisse

Die Probe wurde nach 2 Wochen des Versuchsaufbaus durchgeführt.

Nachdem der glimmende Holzspan unter das mit Gas gefüllte Reagenzglas gehalten wurde, konnte man beim 1. Versuch ein leichtes aufflammen der Glut erkennen. Beim 2. Versuch wiederum konnte man fast keine repräsentative Reaktion erkennen.

2.3.3 Diskussion

Da Sauerstoff ein Gas ist, welches eine brandfördernde Wirkung hat, erklärt dies das Aufflammen des glimmenden Holzspans, sobald er in das Gas (Sauerstoff), welches sich im Reagenzglas befindet, gehalten wird. So wird wiederum nachgewiesen, das Pflanzen, hier die Wasserpest, in der Photosynthese Sauerstoff produzieren und abgeben. Die Wasserpest hat während ihrer Photosynthese Sauerstoff abgegeben, welches sich dann am zugedrehten Hahn gesammelt hat. Beim Öffnen des Hahns ist das seit 2 Wochen angesammelte Gas entwichen und in das Reagenzglas geströmt. Durch den glimmenden Holzspan hat es sich dann entzündet, da die Menge an Gas eine gewaltigere Reaktion hervorruft als wenn der glimmende Holzspan einfach so in die Luft gehalten wird.

Diese folgenden Faktoren sind für das Gelingen dieser Glimmspanprobe wichtig. Die Photosyntheseleistung wird gesteigert, je mehr CO2 im Wasser enthalten ist. Außerdem ist ein Parameter, der entscheidend für die Photosynthese und somit für das Gelingen oder die Schnelligkeit der Glimmspanprobe ist, wie hoch die Lichtintensität auf die Pflanze ist. In unserem Fall wurde darauf geachtet, das das Becherglas am Fenster steht, um möglichst viel Lichteinfall zu garantieren und die Photosynthese zu beschleunigen. Man muss darauf achten, das nur jeweils ein Parameter bei derartigen Versuchen verändert wird, um ein repräsentatives Ergebnis zu ermöglichen.( Biologie Pocket Teacher Abi, Kleesattel, W., 2007, S. 52)

2.4 Versuche 5 und 6: Stärke als Photosyntheseprodukt

2.4.1 Versuch 5: Material und Methoden

Für den Versuch des Stärkenachweises als Photosyntheseprodukt wurden folgende Materialien benötigt: 4 Blätter einer Geranie (2 davon abgedeckt), lichtdichte Alufolie, 2 Petrischalen, Brennspiritus, Wasser, Iod/Iodkalium-Lösung, Pinzette, 2 Bechergläser unterschiedlicher Größe, Kochplatte.

Dieser Versuch wurde in 2-4 er Gruppen durchgeführt. Der Versuch benötigte 2-3 Tage Vorbereitung vor der entsprechenden Durchführung. Von einer Geranie wurden 2 Blätter mit Alufolie lichtdicht eingewickelt. Nachdem die Blätter einige Zeit am Fenster standen, wurden sie von der Geranie abgetrennt. Damit die Blätter auseinander gehalten werden konnten, wurde bei den Sonnenblättern der Stiel entfernt, bei den Schattenblättern (mit Alufolie umwickelt) dementsprechend nicht.

Abbildung in dieser Leseprobe nicht enthalten

Abb. 5: Geranien mit abgedeckten Blättern

Die Blätter wurden für 2-3 min. in kochendes Wasser gelegt. Danach wurden sie in ein Glas mit Brennspiritus gegeben, welches in das Becherglas mit dem kochenden Wasser gesetzt wurde (siehe Abb.6). Dies ist wichtig, da alkoholische Dämpfe leicht entzündlich sind. Außerdem ist darauf zu achten, das die Lösung während des Kochens wenn möglich hinter einem Fensterglas gehalten wird, um das Einatmen der Dämpfe zu vermeiden. Nach ca.10 min. wurden die Blätter mit Hilfe eine Pinzette vorsichtig entnommen und jedes in eine Petrischale gelegt. Nun wurde die Iod/Iodkalium-Lösung auf die Blätter getropft.

Abbildung in dieser Leseprobe nicht enthalten

Abb. 6: Geranienblätter im Brennspiritusglas im kochenden Wasser

2.4.2 Ergebnisse

Als die Blätter im Brennspiritus kochten, begann nach 4 min. die Entfärbung des Blattes. Die Blätter waren nach ihrer Entnahme aus dem Spiritus fast gänzlich entfärbt (siehe Abb.7). Nachdem die Blätter mit der Iod/Iodkalium-Färbung beträufelt wurden, konnte man auf den Sonnenblättern nach kurzer Zeit dunkle, dickliche Flecken erkennen, sowie eine insgesamt dunkle Färbung. Auf den Schattenblättern ließ sich lediglich eine leichte rötliche Färbung erkennen (siehe Abb. 8).

Abbildung in dieser Leseprobe nicht enthalten

Abb. 7: entfärbte Blätter nach dem Kochvorgang

Abbildung in dieser Leseprobe nicht enthalten

Abb. 8: links das Sonnenblatt, rechts das Schattenblatt

2.4.3 Versuch 6: Material und Methoden

Für diesen Versuch werden die gleichen Materialien wie im Versuch 5 verwendet, jedoch kein Brennspiritus.

Die Methode ist ebenfalls ähnlich zu der im Versuch 5, die Blätter werden allerdings nicht mit Brennspiritus behandelt, was den gesamten Versuch 6 ungefährlicher macht. Außerdem werden die Schatten –und die Sonnenblätter in getrennten Bechergläsern zum Sieden gebracht, was dazu führt, das keine Inhaltsstoffe vermischt werden können und die Blätter so auseinander gehalten werden können.

2.4.4 Ergebnisse

Nach Beträufelung der Blätter mit der Iod/Iodkalium Lösung setzte die Färbung langsamer ein als im Vergleich zu Versuch 5. Die Sonnenblätter verfärbten sich gering und die Schattenblätter zeigten keine Veränderung.

2.4.5 Versuche 5 und 6: Diskussion

Bei der Photosynthese ist die Absorption von Licht und die Umwandlung in chemische Energie der zentrale Teil des Vorgangs. Als Speicher für die chemische Energie dienen Kohlenhydrate. Stärke gehört zu den Reservestoffen der Kohlenhydrate. In den Chloroplasten wird Glucose gebildet und vorübergehend als Assimilationsstärke gesammelt. Assimilationsstärke ist die durch die Photosynthese entstehende Stärke, die in Blättern als Stärkekörner abgelegt sind.

Die Iod /Iodkalium Lösung dient zum Nachweis von Stärke. In der Stärke befindet sich Amylose, welches mit der dazu geträufelten Lösung reagiert. So wird die Stärke sichtbar. Die Stärkenbildung in der Pflanze findet während der Photosynthese statt, welche abhängig von der Lichteinwirkung auf die Blätter ist.

Die beste Uhrzeit zum Abdecken der Blätter ist deshalb vor dem Sonnenaufgang. In den miteinander gekoppelten Photosyntheseabschnitten des Calvin-Zyklus wird wie bereits im Versuch 2 beschrieben, Zucker und Sauerstoff gebildet. Damit diese chemische Energie regeneriert werden kann, sind Lichtreaktionen notwendig. Die Vorräte an NADPH und ATP werden jedoch über Nacht aufgebraucht. Da kein neues Licht auf das Blatt einwirkt, weil die Pflanze mit Alufolie bedeckt wird, kann keine Photosynthese mehr stattfinden.

Im Fall unseres Versuches kann man sehen, das die nicht vorhandene Lichteinwirkung zu einem Verlust der Stärkebildung führt. Sie ist also bei den Schattenblättern nicht mehr vorhanden, da sie über Nacht als sekundäre Stärke in den Amyloplasten gespeichert wird oder zur direkten Energielieferung dient.

In den Versuchen werden an den Blättern durch kochendes Wasser die Zellwände zerstört. So ist das Zellinnere offen liegend. Die Chloroplasten bedecken die Amyloplasten, worin die Stärke gelagert ist. Das im Versuch 5 verwendete Brennspiritus bewirkt die Ausbleichung der Chloroplasten, was dazu führt, das die durch das Iod verfärbte Stärke gut erkennbar ist. Im Versuch 6, bei dem kein Brennspiritus verwendet wird, kann man dagegen nach der Iod Färbung keine deutlichen Stärkeverfärbungen erkennen. Dies liegt daran, das die Chloroplasten nicht ausgebleicht wurden und somit die Amyloplasten überdecken. Da die Blattfarbstoffe im Wasser nicht gelöst und somit nachgewiesen werden, können sie so für weitere Behandlungen wie der Chromatographie nicht mehr verwendet werden.

2.5 Schulbezug

Insgesamt ist das Thema der Photosynthese für alle Altersgruppen, also von Grundschule bis zur Oberstufe ein interessantes und angebrachtes Thema. Allerdings muss man hier in den Versuchen die Altersklassen abgrenzen. Die Versuche 1, 3 und 4 können von 5.-13. Klasse sowie auch von Grundschülern der 3. und 4. Klasse durchgeführt werden. Schüler der 1. und 2. Klasse könnten meiner Meinung nach die Bläschen zählen, was auch für den Mathematikunterricht zum Vorteil ist. Die Stoppuhr kann entweder von der Lehrerin bedient werden oder mit Hilfe der Lehrerin von einem Kind. So kann den Kindern schon im jungen Alter die Photosynthese visuell und auch auf gewisse Weise taktil nahegebracht werden.

Der Versuch 2 mit der Glimmspanprobe sollte wie in unserem Fall für die Grundschulklassen 3-4 sowie für die 5.-13. Klasse als Versuch vor der gesamten Klasse durchgeführt werden. Da dies eine Art Langzeitversuch ist, wäre eine Durchführung in Kleingruppen zu Zeit- und Materialaufwendig. Für die Klassen 1 und 2 ist dieser Versuch noch nicht geeignet.

Versuche 5 und 6 sind für die Grundschule noch nicht geeignet, da das Gefahrenrisiko der Möglichkeit der Erkenntnisgewinnung hier wahrscheinlich noch überwiegt. Zudem müssen noch weitere Grundlagen geschaffen werden, um die chemischen Vorgänge in dieser Altersklasse nachvollziehen zu können.

Diese Versuche sind eher für die Oberstufe geeignet, denn hier sind bereits Kenntnisse vorhanden, sodass dieser Versuch den Jugendlichen die chemischen Vorgänge auch visuell verständlicher machen lässt. Vor Beginn des Versuchs muss allerdings auf Gefahren hingewiesen werden, sodass Unfälle mit der Kochplatte oder dem Spiritus verhindert werden können.

3. Protokoll – Photosynthese II

Photosynthese und Anpassungen an spezielle Lebensbedingungen

(Versuche zum Temperatureinfluss, RGT-Regel, Lichtabhängigkeit II)

Abbildung in dieser Leseprobe nicht enthalten

3. Protokoll – Photosynthese II

Photosynthese und Anpassungen an spezielle Lebensbedingungen

(Versuche zum Temperatureinfluss, RGT-Regel, Lichtabhängigkeit II)

3.1 Einleitung

In der heutigen Übung sollen die Erkenntnisse der vorhergegangen Sitzung aufgegriffen und in bestimmten Aspekten vertieft werden. So ist die Fotosyntheseleistung von Pflanzen nicht nur vom einfallenden Licht abhängig, sondern auch von der herrschenden Umgebungstemperatur. Das Optimum liegt zwischen 20 und 40 °C. Bei Zwischen 0 und 20 °C steigt die Fotosyntheseleistung relativ steil and und fällt bei Temperaturen über 40 Grad Celsius noch deutlich rapider ab, bis sie bei über 50 °C gegen Null nähert (siehe auch Protokoll 1, Tabelle 4). Im Rahmen des einführenden Versuches soll daher die Gültigkeit der RGT-Regel (Reaktionsgeschwindigkeit-Temperatur-Regel) für die Fotosynthese überprüft werden. Wir gehen davon aus, dass bei sinkender Temperatur die Fotosyntheseleistung entsprechend abnehmen wird.

Danach erstellen wir eine Rohchlorophylllösung. Chlorophyllpigmente in den Chloroplasten lassen die Blätter der Pflanzen grün erscheinen, da sie rotes und blaues Licht absorbieren. Das Absorptionsspektrum von Chlorophyll a treibt die Fotosynthese am effektivsten an. In unserer Rohchlorophylllösung sind jedoch weitere Pigmente enthalten, die wir im Folgenden durch zwei Chromatographieverfahen voneinander trennen und somit sichtbar machen wollen (vlg. CAMBPELL & REECE, 215 f).

Der Begriff Chromatographie stammt aus dem griechischen und kann im Deutschen am ehesten mit „Farbenschreiben“ wiedergegeben werden. Er bezeichnet in der Chemie ein Verfahren, welches die Auftrennung eines Stoffgemisches durch die unterschiedliche Verteilung seiner Bestandteile zwischen einer stationären und mobilen Phase erlaubt.

In den Versuchen lernen wir die Papier- und die Säulenchromatographie kennen (BORN et al. 2009, 125).

3.2 Versuch 1: Fotosyntheserate bei unterschiedlichen Temperaturen

3.2.1 Material

5 kleine Bechergläser, Leitungswasser

3 ähnlich lange Sprosse einer Wasserpflanze (z.B. Elodea), Eis zum Kühlen, 1 Thermometer

3.2.3 Durchführung

Wir füllten zuerst jedes der Bechergläser zu ¾ mit Leitungswasser. Dann präparierten wir etwa drei gleich lange Sprosse der Wasserpest (Elodea, MICHX) und gaben jeweils einen „kopfüber“ in die mit Wasser gefüllten Gläser. Dabei mussten wir darauf achten, dass die Sprosse vollständig mit Wasser abgedeckt waren (ca. 2 cm Bedeckung).

Diese Gläser wurden bei Raumtemperatur an ein helles Fenster gestellt und dem Tageslicht ausgesetzt (T1). Die einsetzende Bläschenproduktion wurde über einen Zeitraum von 6 Minuten protokolliert.

Parallel dazu bereiteten wir zwei weitere Bechergläser vor. Indem wir die Becher in Eis bzw. Eiswasser gesetzt haben, stellten wir die Temperatur des enthaltenen Wassers unter Zuhilfenahme eines Thermometers auf 10 °C (T2) bzw. 0 °C (T3) ein.

Anschließend gaben wir in beide jeweils einen Spross der Probe T1 und protokollierten die Bläschenbildung analog zur vorhergegangenen Messung. Die Gefäße wurden wie bei der ersten Messung dem Tageslicht ausgesetzt.

3.2.4 Ergebnisse

Die Ergebnisse der von uns durchgeführten Messen werden in folgender Tabelle dargestellt. Gemessen wurde in zwei Durchläufen. 1. nur die T1 Proben und 2. T1-T3 im direkten Vergleich.

Tabelle 1: Bläschenbildung Elodeasprosse bei versch. Temperaturen

Abbildung in dieser Leseprobe nicht enthalten

Zählt man die Bläschenzahlen der T1 Proben nach 6 Minuten zusammen, war das Ergebnis hier mit 15 Bläschen im ersten Durchlauf am höchsten. Direkt gefolgt wird diese von der T2 Probe, wo nach 6 Min. im zweiten Durchlauf 11 Bläschen aufgestiegen waren. Im zweiten Durchlauf stiegen bei 0 °C keine Bläschen auf, ebenfalls nicht bei Probe T1 mit 19,7 Grad Celsius.

3.2.5 Diskussion u. Fehlerbetrachtung

Die Fotosyntheseleistung wird in unseren Versuchen an Hand der Blasenbildung gemessen und beurteilt. Bei den Bläschen handelt es sich um das Fotosyntheseprodukt Sauerstoff, welcher im Wasser emporsteigt (vgl. Protokoll 1) und daher als Indikator für Intensität die Fotosynthesereaktion geeignet ist.

Bei unserer Vergleichsmessung zeigt sicht, dass bei der niedrigsten Temperatur (Probe T3 – 0 °C) Fotosynthese offenbar nicht mehr stattfinden kann, da hier keine Bläschen aufsteigen. Bei der mittleren Temperatur (Probe T2 – 10°C) dagegen gibt es Bläschenbildung und Fotosynthese muss entsprechend ablaufen. Probe T1 mit Raumtemperatur verhält sich im zweiten Durchlauf jedoch nicht erwartungsgemäß: Auch bei dieser Probe kommt es zu keiner Bläschenbildung. Auf diesen Umstand gehe ich bei meiner Fehlerbetrachtung nochmals genauer ein. Zur Auswertung des Versuches ziehe ich daher hier die Ergebnisse des ersten Durchlaufs mit ein und komme zu dem Ergebnis, dass die Fotosyntheseleistung bei Raumtemperatur offenbar am höchsten ist, da im ersten Kontrolldurchlauf hier zusammengenommen die meisten Bläschen aufsteigen. Die Fotosyntheserate nimmt bei Anstieg der Temperatur und ausreichendem Lichteinfall zu. Grundsätzlich besagt die sog. RGT-Regel, dass bei einer Temperaturzunahme von 10 °C die Reaktionsgeschwindigkeit Enzyms-Katalysierter Reaktionen um das 2-3 fache zunimmt. Dies trifft auch auf die Photosynthese zu, da es sich um eine biologische Reaktion unter Beteiligung von Enzymen handelt. Wie bereits im ersten Protokoll gezeigt, gibt es einen sog. Tolleranzbereich (ökologische Potenz), in dem die meisten biochemischen Reaktionen und physiologischen Prozesse ablaufen ( CAMPBELL & REECE 2003, 1316). Wir dieser Bereich verlassen, kommt es zu Funktionsstörung bzw. Denaturierung der Proteine / Enzyme. Die Dunkelreaktion der Fotosynthese setzt gewisse Mindesttemperaturen voraus. Dies erklärt, warum es bei T3 zu keiner Bläschenbildung kommt. Das Temperaturoptimum bei Pflanzen liegt zwischen 20 °C und 40 ° C und erklärt die hohe Aktivität der Probe T1. Fehlerbetrachtung:

Bei diesem Versuch sollte nur der Parameter „Temperatur“ verändert werden. Weitere Einflussfaktoren waren jedoch nicht immer auszuschließen: Allein der Einsatz unterschiedlicher Sprosse (verschieden vital!?) zeigt im ersten Messdurchgang erstaunliche Differenzen in der photosynthetischen Aktivität auf, obwohl die Temperatur in allen Gläsern gleich war. Auch der Lichteinfall unterlag im Versuch den natürlichen Schwankungen. Vielleicht wäre der Einsatz einer künstlichen Lichtquelle von Vorteil gewesen. Auch eine Erhöhung der Messdauer hätte möglicherweise zu signifikanteren Ergebnissen geführt.

3.3 Versuch 2: Herstellung einer Rohchlorophylllösung

3.3.1 Materialien

verschiedenfarbige (rote, grüne, gelbe, braune) Blätter

Aceton, Quartzsand, Calciumcarbonat

Messzylinder (100 ml), Erlenmeyerkolben, Mörser, Pistill, Spatel, Trichter, Faltenfilter, Alufolie, Waage

3.3.2 Durchführung

Wir wählten in unserer Gruppe Blätter der Bluthasel (Corylus maxima Purpurea) und wogen etwa 5 g davon ab. Die Blätter wurden von Hand grob vorzerkleinert (zerrisen) und dann zusammen mit etwas Quartzsand, einer Spatelspitze Calciumcarbonat und 20 ml Aceton in den Mörser gegeben. Darin wurden die Blätter einige Minuten kräftig zerrieben. Da Aceton extrem flüchtig ist und reizend auf die Atemwege wirkt, haben wir diesen Vorgang unter dem Abzug durchgeführt.

Abschließend wurde die Lösung von uns in den Erlenmeyerkolben mittels Trichter und Faltenfilter filtriert. Beim Abgießen drückten wir die Blattmasse mit dem Pistillkopf kräftig zusammen, um möglichst viel Flüssigkeit daraus zu gewinnen. Den Erlenmeyerkolben haben wir zuvor mit Alufolie umkleidet, um die gewonnene Lösung vor Licht zu schützen (Durchführung siehe Abb. Nr. 1).

3.3.3 Ergebnisse

Das Ergebnis waren wenige Milliliter einer Rohchlorophylllösung, die in den folgenden zwei Versuchen Verwendung gefunden hat. Die homogene Lösung war hellgrün.

Abbildung in dieser Leseprobe nicht enthalten

Abb. Nr. 1: Rohchlorophyllösung beim Filtrieren. Aufgenommen am 21.4.09 von Hendrik Beyer m. Digitalkamera Nokia N85.

3.3.4 Diskussion

Bei der Extraktion der Pigmente aus den Blättern wird das Lösungsmittel Aceton eingesetzt. Aceton ist die umgangssprachliche Bezeichnung für Propanon bzw. Dimethylketon. Es ist ein Aldehyd mit drei C-Atomen. Es liegt als farblose Flüssigkeit mit einem charakteristischen Geruch vor. In Verbindung mit Luft bildet es explosive Gemische. Aceton wird in der Chemie als Lösungs- und Extraktionsmittel für Harze, Fette, etc. eingesetzt und begegnet uns im Alltag als Nagellackentferner. Es kann bei Hautkontakt entfettend wirken und beim Einatmen der Dämpfe die Atemwege reizen

(BÄUERLE, W et al. 2008, 304 f). Die gewonnene Lösung wird von uns abgedunkelt aufbewahrt, da die Pigmente in der Lösung bei Lichteinfall geschädigt und zersetzt werden würden. Im der Pflanze sind die Pigmente an Proteine gekoppelt und über ein komplexes System miteinander verbunden. Durch die Extraktion wurden diese Strukturen jedoch zerstört und die einfallende Lichtenergie würde zur „Selbstzerstörung“ der Lösung führen. Roh-Chlorophyll ist kein einfaches, einzelnes Pigment. Die Hauptchlorophylle sind Chlorophyll a und Chlorophyll b. Als Begleitfarbstoffe treten vorwiegend Karotin und Xantophylle auf, die im Prozess der Photosynthese unterstützend wirken (Antennenkomplex). (CAMPBELL & REECE 2003, 212 f)

3.4 Versuch 3: Papierchromatographie des Blattextraktes Versuch 4: „Säulenchromatographie“ mit Schulkreide

3.4.1 Material

für Versuch 3: für Versuch 4:

Rohchlorophylllösung Material siehe Versuch 3.

Chromatographiepapier Anstatt des Chromatographiepapiers

Schere, Klebeband, Standzylinder (30 cm hoch) ein Stück eckige Schulkreide, statt

m. Deckel, Kapillarpipette, Standzylinder eine Schale mit

Fließmittel (aus Benzin, Petrolether und Aceton flachem Boden.

Im Verhältnis 10:2,5:2)

3.4.2 Durchführung:

für Versuch 3:

Wir schnitten uns zuerst das Chromatographiepapier so zurecht, dass es in den Standzylinder gehängt werden konnte. Der Streifen sollte etwa 1 cm Abstand vom Boden haben und die Seitenwände nicht berühren. Dann knickten wir den Streifen am oberen Ende um und befestigten ihn mit Klebeband am Glasdeckel des Standzylinders.

Nun haben wir ca. 2 cm oberhalb des unteren Randes mithilfe der Kapillarpipette einen dünnen Strich unseres Blattextraktes aufgetragen. Nach jeweils kurzer Trocknungspause wurde dieser Vorgang mehrmals wiederholt.

Nun haben wir das bereits vorbereitete Fließmittel in den Standzylinder gefüllt, so dass der Boden etwa 1,5 cm hoch bedeckt war. Abschließend führten wir den Papierstreifen vorsichtig in den Zylinder ein, so dass sein unteres Ende geradeso in die Lösung eintauchte und schlossen das Gefäß mit dem Deckel. Die Beobachtungen wurden protokolliert.

für Versuch 4:

Wir gingen entsprechend Versuch 3 vor: In 2 cm Höhe des Kreidestückes wurde rundherum mehrmals ein dünner Strich unseres Blattextraktes aufgetragen. In die flache Schale gaben wir eine geringe Menge des Fließmittels, so dass der gesamte Boden gut bedeckt war. Das Kreidestück stellten wir, mit dem Strichende nach unten, aufrecht in die Schale und achteten darauf, dass der Kontakt zum Fließmittel gegeben war.

3.4.3 Ergebnisse

Nach ca. einer halben Stunde wurde die Papierchromatographie und auch die Kreidechromatographie beendet. Bei der Papierchromatographie sind ausgehend von der Depotlinie folgende Farbbereiche zu erkennen:

Im Bereich, wo der Extrakt von uns aufgebracht wurde, hat sich ein lila gefärbter, breiter Streifen herausgebildet. Einige Zentimeter darüber hat sich eine gelbgrüne Bande gebildet, gefolgt von einer grünlichen. Darauf folgt eine kräftige, hellgelbe Phase. Unmittelbar vor der Fließmittelfront findet sich abschließend noch eine weitere gelbe Bande, die jedoch sehr schwach ist und ins rötliche tendiert.

Bei der Kreidechromatographie stellt sich ein ähnliches Bild dar, welches jedoch „enger“ und weniger gut differenziert ist. Siehe dazu Abbildungen Nr. 2 u. 3.

Abbildung in dieser Leseprobe nicht enthalten

Abb. Nr. 2: Papierchromatographie: Probe unserer Gruppe (Bluthasel)rechts. Links die Probe einer anderen Gruppe. Aufgenommen am 21.04.09 von Hendrik Beyer mit Digitalkamera Nokia N85.

Abbildung in dieser Leseprobe nicht enthalten

Abb. Nr. 4: Kreidechromatographie d. Bluthaselblattextraktes. Aufgenommen am 21.04.09 von Hendrik Beyer mit Digitalkamera Nokia N85

3.4.4 Diskussion

Vom Startpunkt ausgehend findet man lt. Literatur folgende Stoffe in den unterschiedlichen Banden:

0. Chlorophyllide (Zersetzugsprodukte)

1. Chlorophyll b (gelbgrün),
2. Chlorophyll a (blaugrün), gelegentlich weitere gelbe Xantophylle
3. Xantophylepoxid (gelb)
4. Xantophylle (gelb)
5. Phaephytin (grau)
6. Karotin (gelblich-orange)
7. Fließmittelfront

Die Papierchromatographie ist eine Verteilungschromatographie, da das

Trennungsprinzip auf der Stoffverteilung zwischen zwei nicht mischbaren Phasen beruht. Man unterscheidet eine stationäre und eine mobile Phase. Die stationäre Phase ist hierbei eine mit Fließmittel gesättigte feste Phase (z.B. Papier, Kreide), die mobile Phase ist ein Lösemittelgemisch. Durch die Kapillarkräfte in der Cellulose des Papiers bzw. im Gips der Kreide wandert die mobile Phase ins Papier / in die Kreide und

bewegt sich dabei über die stationäre Phase hinweg/hindurch. An der Cellulosefaser bzw. der Kreide findet die Adsorption (Ablagerung) der Pigmente statt. Je schlechter ein Farbstoff an der Faser / Kreide adsorbiert wird und je besser er sich in dem Laufmittel löst, desto schneller wird er von der Faser desorbiert (Abgabe) und desto weiter wird er mit der mobilen Phase hinauf transportiert. Die Wanderungsgeschwindigkeit ist substanzspezifisch. So kommt es zur beobachteten Auftrennung von Bestandteilen der Rohchlorophyllösung. Folgende Aufteilung wurde in unserem Versuch sichtbar:

1. Chlorophyll b (gelb-grün) , 2. Chlorophyll a (blau-grün), 3. Xantophylle (gelb), 4. Carotinoide (gelblich-orange) Siehe dazu auch Abbildung 3. Die lila gefärbte Phase 0 tritt nur bei der Probe unserer Gruppe auf (siehe Abb. 3). Es handelt sich hierbei vermutlich um die Pigmente, die der Bluthasel ihre rote Färbung verleihen.

Die Carotinoide steigen ganz offensichtlich am schnellsten, gefolgt jeweils von den Xantophyllen, Chlorophyll a und Chlorophyll b.

Wo eine Pigmentart letztlich in Bezug zur Laufmittelfront zu liegen kommt, hängt ab von der Bewegung des Fließmittels durch die Poren der Trägersubstanz und von der Löslichkeit des Pigments in den verschiedenen Laufmittelanteilen (Eluation).

Stoffe (z.B.: Chlorophyll a, b), die in der polaren stationären Phase löslich sind, wandern langsamer als eher unpolare Stoffe, die im unpolaren Laufmittel (also der mobilen Phase) löslich sind. Daher wandern Carotinoide wesentlich rascher als z.B. die Chlorophylle. Carotinoide bestehen aus konjugierten Isopren Untereinheiten, die unpolar sind und besitzen daher ähnliche Eigenschaften wie Lipide. Xanthophylle sind Derivate der Carotinoide, die zusätzliche OH-Gruppen besitzen. Aus diesem Grund sind diese Stoffe etwas polarer als die Carotinoide und wandern daher langsamer (JAENNICKE & PAUL 2004).

Bei der Photosynthese spielen sie bei der Energieübertragung als Antennenpigmente eine wichtige Rolle. Außerdem schützen sie die Chlorophyllpigmente vor schädigenden Einflüssen der UV-Strahlung. Carotinoide gehören zu den sekundären Pflanzenstoffen und sind auch beim Vorkommen in tierischen Organismen immer pflanzlichen Ursprungs (z.B. im Eigelb). Es sind etwa 800 versch. Carotinoide bekannt, wobei das ß-Carotin (Karotte) das bekannteste ist (vgl. Script).

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