Bioindikation bei der Renaturierung von schwermetallbelasteten Böden

Inhaltsverzeichnis

1. Einleitung

2. Zusammenfassung

3. Grundlagen
3.1 Enzyme
3.1.1 Aufbau und Funktion
3.1.2 Abhängigkeit der Enzyme von Umweltbedingungen
3.1.2.1 Temperatur
3.1.2.2 pH-Wert
3.1.2.3 Schwermetalle
3.2 Bodenenzyme und mikrobielle Aktivität
3.2.1 Aufgaben, Lokalisation und Funktionsweise von Bodenenzymen
3.2.2 Eigenschaften der untersuchten Bodenenzyme
3.2.2.1 Alkalische und saure Phosphatase
3.2.2.2 Katalase
3.2.3 Mikrobielle Aktivität
3.2.3.1 Alkalische und saure Phosphatase
3.2.3.2 Katalase
3.3 Schwermetalle
3.3.1 Kupfer
3.3.1.1 Quellen und Gehalte im Boden
3.3.1.2 Verhalten im Boden
3.3.2 Wirkung von Schwermetallen auf Mikroorganismen
3.4 Renaturierung
3.4.1 Bekämpfung von Schwermetallkontaminationen
3.4.2 Bodenqualität

4. Untersuchungsgebiet
4.1 Geographische Lage
4.2 Geologie
4.3 Klima und Wasserhaushalt
4.4 Böden
4.5 Vegetation

5. Methoden und Auswerteverfahren
5.1 Probenennahme und Vorbereitung
5.2 Abiotische Bodeneigenschaften
5.2.1 pH-Wert und elektrische Leitfähigkeit
5.2.2 Trockenmasse und Wassergehalt
5.2.3 Glühverlust
5.2.4 Austauschbare Elementkonzentration
5.2.4.1 Aufschluss
5.2.4.2 ICP-OES Bestimmung
5.2.5 Bodenart und Bodenfarbe
5.3 Biotische Bodenparameter
5.3.1 Enzymaktivitäten & mikrobielle Aktivität
5.3.1.1 Saure Phosphatase
5.3.1.2 Alkalische Phosphatase
5.3.1.3 Katalase

6. Ergebnisse
6.1 Abiotische Parameter
6.1.1 Startwerte der Stammproben
6.1.2 pH-Wert im Verlauf des Versuches
6.1.3 Elektrische Leitfähigkeit im Verlauf des Versuches
6.1.4 Kupfergehalt im Verlauf des Versuches
6.1.5 Wassergehalt im Verlauf des Versuches
6.1.6 Organische Substanz am Ende des Versuches
6.2 Biotische Parameter
6.2.1 Startwerte der Stammproben
6.2.2 Aktivität der Katalase der nichtkontaminierten Bodenproben im Verlauf des Versuches
6.2.3 Aktivität der Katalase der kontaminierten Bodenproben im Verlauf des Versuches
6.2.4 Aktivität der sauren Phosphatase der nichtkontaminierten Bodenproben im Verlauf des Versuches
6.2.5 Aktivität der sauren Phosphatase der kontaminierten Bodenproben im Verlauf des Versuches

7. Diskussion
7.1 Wichtigste Ergebnisse
7.2 Fehlerabschätzung
7.2.1 Probenennahme und Transport
7.2.2 pH-Wert und elektrische Leitfähigkeit
7.2.3 Austauschbare Elementkonzentration
7.2.4 Glühverlust
7.2.5 Bodenart und Bodenfarbe
7.2.6 Enzymaktivität
7.2.7 Ausreißer
7.3 Vergleichbarkeit der Standorte hinsichtlich abiotischer und biotischer Faktoren
7.4 Diskussion der Bodenparameter
7.4.1 Bodenfarbe und organische Substanz
7.4.2 Gehalt an organischer Substanz, Wasser, Bodenart und mikrobielle Aktivität
7.4.3 pH-Wert, elektrische Leitfähigkeit, Wassergehalt und Bodentyp
7.4.4 Katalase
7.4.5 Saure Phosphatase
7.4.6 Katalase- und saure Phosphataseaktivität der Bodenproben
7.4.7 Gehalt an Kupfer
7.4.8 Kontamination
7.4.9 Konsequenzen für die Renaturierung
7.4.10 Reflexion

8. Quellenverzeichnis51
8.1 Literaturverzeichnis
8.2 Internetquellen

9. Anhang

Danksagung

Für die Übermittlung des Themas an die Bergakademie TU Freiberg, insbesondere an Herrn Prof. Dr. Hermann Heilmeier möchte ich mich bei meiner Cousine Theresa Moibus bedanken.

Ein besonderer Dank gilt Herrn Prof. Dr. Hermann Heilmeier für die Realisierung des Themas und Unterstützung bei der Ausarbeitung der Arbeit. Ebenso sei Herrn Kurt Herklotz für die Unterstützung bei den Messungen sowie für die gute Zusammenarbeit bei den praktischen Arbeiten im Labor gedankt.

Weiterhin möchte ich mich bei meiner Bell-Betreuerin Frau Beeg für die tatkräftige Betreuung und Unterstützung bedanken. Ebenfalls sei Alexander Wolters, Lars Düvelshaupt und Hannes Hühnersen gedankt für die Hilfe und Realisierung der Animation für diese Arbeit. Zugleich gilt mein Dank Jenny Manske, Rita Manske, Jutta Adam für Anmerkungen am Manuskript, ihre Motivation und hilfreichen Unterstützung beim Erstellen dieser Besonderen Lernleistung. Allen die mir bei Fragen hilfreich zur Seite standen sei ebenfalls gedankt.

Ich möchte mich auch bei meiner Familie bedanken, für jegliche Unterstützung.

Vielen Dank!

1. Einleitung

Schwermetalle sind definiert als jene metallischen Elemente, die eine Dichte höher als 5,6 g cm-3 aufweisen und als Übergangselemente in der 4. bis 6. Periode im Periodensystem vorkommen. Zu den essentiellen Spurenelementen für das pflanzliche Wachstum gehören Kobalt, Kupfer, Eisen, Mangan, Molybdän und Zink, darüber hinaus benötigen tierische Organismen noch Chrom und Zinn. Alle anderen Schwermetalle wirken schon in geringsten Mengen toxisch. Zusätzlich können die essentiellen Spurenelemente, wenn sie einen bestimmten Grenzwertwert überschreiten, auch eine schädliche Wirkung ausüben.^[1] Allgemein bezieht sich die schädliche Wirkung von Schwermetallen gegenüber Organismen auf das Absterben und der somit reduzierten Individuenpopulation „über gestörtes Wachstum, sichtbare Blattschäden, Reproduktionsstörungen bis hin zu Veränderungen physiologischer Prozesse und Einschränkungen mikrobiologischer Stoffumsetzungen“^[2]. Die Schädigung von Proteinen durch Schwermetalle beruht auf der Veränderung der Struktur und damit der Funktionsänderung.

Enzyme von Bodenorganismen können als Zeiger von Bodenverunreinigungen und Bodenkontaminationen verwendet werden, da ihre Aktivität von Kontaminationen wie Schwermetallen beeinträchtigt wird. Der Zustand eines Bodens kann daher durch die Bestimmung der mikrobiellen Aktivität näher charakterisiert werden. Außerdem lassen diese Rückschlüsse auf verschiedene Teilprozesse der Stoffwechselkreisläufe im Boden zu.

Die mikrobielle Aktivität im Boden kann andererseits durch Zugabe von Nährstoffen wie Kohlenhydraten oder Mineralsalzen (z.B. Stickstoff, Phosphor) gefördert werden.

Ziel dieser Arbeit war es, zu untersuchen, wie sich eine Nährstoffzufuhr auf die mikrobielle Aktivität von Böden unterschiedlicher Schädigung auswirkt und damit Rückschlüsse zu ziehen, welcher Nährstoff eine bessere Wirkung zeigt und wie unterschiedlich belastete Böden auf eine Nährstoffzugabe reagieren. Die Beantwortung dieser Fragen sollte dazu dienen, inwieweit schwermetallkontaminierte Böden durch eine Verbesserung der Nährstoffsituation für Renaturierungszwecke verbessert werden können. Dafür wurden von unterschiedlichen Bodenproben aus Radeberg die abiotischen Parameter Wassergehalt, pH-Wert, elektrische Leitfähigkeit, organische Substanz und Schwermetallkonzentration sowie die Enzym- und mikrobielle Aktivität bestimmt. Mit Hilfe statistischer Auswertungsverfahren sollten folgende vorher getroffene Hypothesen überprüft werden:

1. Die mikrobielle Aktivität der kontaminierten Bodenprobe ist geringer als die einer nichtkontaminierten Kontrollprobe.
2. Durch Nährstoffzufuhr steigt die mikrobielle Aktivität der kontaminierten Probe weniger stark als bei der nichtkontaminierten Bodenprobe an.
3. Die Wirkung der Nährstoffe fällt unterschiedlich aus, bezogen auf die Enzymaktivität.
4. Durch Zugabe von Nährstoffen kann man Mikroorganismen dazu bringen, Böden besser und schneller von Schadstoffen zu reinigen (Renaturierungsansatz).

2. Zusammenfassung

Um notwendige Vorsorge- und Sanierungsmaßnahmen im Rahmen des Bodenschutzes zu treffen, muss die Wirkung von Kontaminationen insbesondere von Schwermetallen auf Bodenorganismen und auf ihre ökologisch ausschlaggebenden Aktivitäten untersucht und berücksichtigt werden.

Dementsprechend soll in diesem Laborversuch der Einfluss verschiedener (Schad-)Stoffe auf die Bodenaktivität (mikrobielle Enzymaktivität) an zwei verschiedenen Standorten untersucht werden. Dabei wurden Proben eines industriell geprägten Bodens, welcher noch zusätzlich mit Kupfer versetzt wurde, um die Grenzwerte einer Kontamination zu überschreiten, und eines naturnahen Waldbodens in Radeberg entnommen und davon abiotische und biotische Bodenparameter bestimmt. Die Durchführung der Versuchsreihe erfolgte im Zeitraum von sechs Monaten. Bei dieser Versuchsreihe wurde der industrielle Boden zusätzlich mit Kupfer als Schwermetall kontaminiert, um die toxische Wirkung der Schwermetalle auf die Mikroorganismen zu untersuchen. In diesem Zeitraum wurden die beiden unterschiedlichen Böden getrennt voneinander mit jeweils Kohlenstoff in Form von Saccharose und Stickstoff in Form von Ammoniumsulfat gedüngt, um die Veränderung der mikrobiellen Aktivität bei Nährstoffzugabe verbunden mit einer Schwermetallkontamination zu untersuchen.

Als Indikatoren der mikrobiellen Aktivität wurden die Hydrolasen saure und alkalische Phosphatase und die Oxidoreduktase Katalase eingesetzt.

Der vorliegende Aufsatz bringt damit eine Übersicht über den Einfluss des Schwermetalls Kupfer auf die mikrobielle Umsetzung kohlenstoff- und stickstoffhaltiger Substrate sowie auf die Enzym- bzw. mikrobielle Aktivität.

Das Kohlenstoff:Stickstoff-Verhältnis der Düngung beläuft sich auf 10:1 und entspricht daher in etwa dem C:N-Verhältnis in der bakteriellen Biomasse sowie der von den Bakterien bevorzugten Nahrung. So ist ein C:N-Verhältnis von 10:1 für die Bakterien/Mikroorganismen, die zum Großteil die Enzyme bilden, eine gute Umweltressource. Bei dieser Bedingung kann die Zugabe beider Substrate recht gut miteinander verglichen werden. Der Versuch vereint dementsprechend einen experimentellen Ansatz gepaart mit einem beobachtendem Standortvergleich. Um die Ergebnisse vergleichbar zu machen, musste die Temperatur während des Versuchsablaufes annähernd konstant gehalten werden.

Der industrielle Boden wies zu Versuchsbeginn deutlich geringere Aktivitäten der Katalase und sauren Phosphatase auf als der naturnahe Waldboden. Bei beiden Proben zeigten die Kontamination mit Kupfer sowie die Nährstoffzufuhr einen erheblichen Einfluss auf den Gehalt an organischer Substanz und die Bodenenzymaktivität.

Aus den zahlreichen Ergebnissen wurden Schlussfolgerungen gezogen, inwieweit eine Verbesserung der Nahrungsgrundlage der Mikroorganismen des Bodensystems eine Steigerung der Bodenqualität bewirkt und damit hemmenden Faktoren einer Schwermetallkontamination entgegenwirkt. Dementsprechend könnte die vorliegende Arbeit einen Ansatz für eine mögliche Renaturierung schwermetallkontaminierter Böden liefern.

3. Grundlagen

3.1 Enzyme

3.1.1 Aufbau und Funktion

Bei Enzymen handelt es sich um Stoffe, welche als Biokatalysatoren biochemische Reaktionen beschleunigen. Sie sind vorwiegend aus Proteinen aufgebaut und bilden daher Makromoleküle mit einer einzigartigen dreidimensionalen Struktur (Tertiärstruktur).

Biochemische Reaktionen können sehr langsam verlaufen, ohne erkennbare Resultate zu zeigen. Fügt man aber ein Enzym hinzu, finden sie in sehr kurzer Zeit statt. Diesem Phänomen liegt die Aktivierungsenergiebarriere zugrunde. Die Aktivierungsenergie/freie Energie bildet eine Barriere, infolge der zum Start der Reaktion Energie zugeführt werden muss, die „zum Lösen der Bindungen in den Reaktandenmolekülen nötig ist“^[3] und sie in einen instabilen Übergangszustand überführt. Das Lösen von bestehenden Bindungen der Reaktanden und das Ausbilden neuer Bindungen der Produkte ist ein Merkmal jeder chemischen Reaktion zwischen Molekülen und deren Umordnung der Atome. Für diesen Vorgang ist Aktivierungsenergie erforderlich, welche aus der Umgebung absorbiert werden muss. Dabei handelt es sich normalerweise um thermische Energie.

Abbildung A4 veranschaulicht diesen Energieveränderungsprozess einer exergonischen Reaktion. Die Absorption von Aktivierungsenergie, also die Aktivierung der Reaktanden, verdeutlicht der Anstieg des Graphen. Die Zunahme von freier Energie führt dazu, dass die Ausgangsstoffe allmählich instabiler werden. Erreicht der instabile Zustand der Reaktanden sein Maximum (Vergleich Graph), wurde die gesamte Aktivierungsenergie aufgebracht. Nun können die alten Bindungen aufgebrochen und neue gebildet werden. Dies geschieht unter Freisetzung von Energie, was der Abfall der Kurve veranschaulicht, den Verlust an freier Energie. Dieser Verlust (Δ G) ergibt sich aus der Differenz der freien Energie der Ausgangsstoffe und der Produkte. Bei einer exergonischen Reaktion ist diese Differenz negativ, da die Bildung der Bindungen zwischen den Produkten mehr Energie freisetzt, als für das Aufbrechen der Bindungen zwischen den Ausgangsstoffen nötig ist. Des Weiteren verdeutlicht die Grafik, dass zum Start einer exergonischen Reaktion, welche unter Energieabgabe abläuft (Δ G negativ), erst einmal Energie zugeführt werden.

Für den Ablauf des Stoffwechsels der Zelle muss die oben genannte Barriere überwunden werden, damit nicht die Stagnation dessen eintritt. Doch thermische Energie würde dazu führen, dass alle Reaktionen beschleunigt werden und damit ein geregelter Stoffwechsel unmöglich wäre, da ein Überangebot und ein Durcheinander von Stoffen die Folge wäre. Ein weiteres Problem liegt darin, dass die Proteine bei zu hohen Temperaturen denaturieren und die Zelle somit absterben würde. Daraus folgt die Alternative, die Nutzung von Biokatalysatoren, Enzymen.^[4]

Die erhöhte Bedeutung für den Stoffwechsel ergibt sich daraus, dass Enzyme jene Reaktionen beschleunigen, also die Reaktionsgeschwindigkeit erhöhen, indem sie Aktivierungsenergiebarrieren herabsetzen, sodass die Reaktion schon bei gemäßigten Temperaturen ablaufen kann. Das Enzym, als ein katalytisches Protein, verändert den Reaktionsverlauf ohne selbst umgesetzt zu werden, was bedeutet, dass es nach der Reaktion unverändert vorliegt.

Die Grenzen des Enzyms liegen darin, dass Δ G nicht geändert, noch eine endergonische in eine exergonische Reaktion umgewandelt werden kann. Demgemäß können Enzyme nur diejenige Reaktion katalysieren, welche letztlich sowieso ablaufen würden. All die zuvor genannten Funktionen bieten der Zelle den Vorteil des dynamischen Stoffwechsels.^[5]

Die erwähnten Prozesse, die durch ein Enzym zustande kommen, liegen den baulichen Merkmalen und Eigenschaften zugrunde, die nun näher erläutert werden sollen. Die Ausgangsstoffe, die am Enzym durch dessen katalysatorischen Fähigkeiten umgesetzt werden, bezeichnet man als Substrate. Enzyme sind substratspezifisch und reaktionsspezifisch. Das bedeutet, sie können ihre Substrate klar von anderen nah verwandten Verbindungen abgrenzen und sind nur an der Katalyse einer ganz bestimmten Reaktion beteiligt. Der räumliche Bau eines Enzyms offenbart, dass tatsächlich nur ein Bereich das Substrat bindet, das aktive Zentrum. Üblicherweise besitzt es die Form einer Tasche oder Spalte, welche durch einige Aminosäuren-Seitenketten auf der Proteinoberfläche begrenzt wird. Der restliche Enzymkomplex ist für den Schutz, die Stabilität und die Regulation der Aktivität des aktiven Zentrums verantwortlich. Somit ergibt sich, dass die Spezifität eines Enzyms auf seiner räumlichen Gestalt beruht, also die „Passgenauigkeit zwischen der Form des aktiven Zentrums und des Substrats“^[6]. Dies bedeutet, dass kein anderes Substrat - weder zu groß noch zu klein - am Enzym umgesetzt werden kann. Wird ein passgenaues Substrat im aktiven Zentrum gebunden, so ist erkennbar, dass dieses nicht nur starr ist, sondern Wechselwirkungen auftreten vom Substrat ausgehend, welche schließlich zu einer Konformationsänderung des Enzyms führen. Daraus folgt ein höherer Zusammenhalt zwischen Substrat und aktiven Zentrum. Dieser Vorgang - auch als „induzierte Passform“ bezeichnet - bewirkt ein besseres Einwirken der chemischen Gruppen des aktiven Zentrums auf das gebundene Substrat und schließlich der Katalyse der biochemischen Reaktion.^[7] „Bei einer enzymatischen Reaktion bindet das Substrat unter Bildung eines „Enzym-Substrat-Komplexes“ an das aktive Zentrum“^[8]. Der Halt des Substrats im aktiven Zentrum wird häufig durch schwache Wechselwirkungen, unter anderem Wasserstoffbrücken, und Ionenbindungen gewährleistet. Die Aminosäuren-Seitenketten, welche das aktive Zentrum bilden und eingrenzen, katalysieren die biochemische Reaktion, also die Umwandlung von Substrat in Produkt. Das Produkt verlässt nach dem Vorgang das aktive Zentrum und das Enzym ist wieder frei für ein neues Substratmolekül.^[9]

Zum Ablauf der biochemischen Reaktionen benötigen einige Enzyme Kofaktoren (anorganische Ionen), welche entweder fest bzw. mit dem Substrat reversibel an das aktive Zentrum gebunden werden oder organische Moleküle wie Koenzyme (feste Bindung) bzw. Kosubstrat (reversible Bindung).^[10]

Fast alle biochemischen Reaktionen sind reversibel, was zur Folge hat, dass ein Enzym „sowohl die Hin- als auch die Rückreaktion katalysieren“^[11] kann. Die Entscheidung, welche der beiden Reaktionen abläuft, hängt von der Konzentration der Ausgangsstoffe und Produkte ab. Das bedeutet, die Katalysation erfolgt in Richtung des chemischen Gleichgewichts.^[12]

Die Enzyme werden hinsichtlich ihrer Funktion in Enzymgruppen eingeteilt. Wichtig für die vorliegende Arbeit sind die Hydrolasen, welche unter Wasseraufnahme Ester-, Glykosid- und Peptidbindungen spalten, und Oxireduktasen, welche Oxidationen und Redoxreaktionen katalysieren.

3.1.2 Abhängigkeit der Enzyme von Umweltbedingungen

Die Struktur und Funktion von Enzymen ist von einer Vielzahl von Faktoren abhängig. Dies kann aber nur im Allgemeinen erläutert werden und nicht an einem bestimmten Enzym, da es in der Biologie eine Unmenge von Proteinen gibt, von denen jedes eine eigene spezifische Struktur und Funktion besitzt. Des Weiteren ist das gleiche Enzym von Lebewesen zu Lebewesen unterschiedlich gebaut, aufgrund von artspezifischen Sequenzunterschieden in der Aminosäuresequenz des Proteins codierenden DNA. Somit ist es schwierig bis unmöglich, alle diese Einzelenzyme zu katalogisieren.

3.1.2.1 Temperatur

„Bis zu einem gewissen Punkt nimmt die Geschwindigkeit einer enzymatischen Reaktion mit steigender Temperatur [exponentiell] zu“^[13]. Eine Temperaturerhöhung von 10 Kelvin führt zu einer Verdopplung bzw. Vervierfachung der Reaktionsgeschwindigkeit (Reaktionsgeschwindigkeit-Temperatur-Regel). Begründet wird dies durch die schnelleren Molekülbewegungen, welche zu einem häufigeren Zusammentreffen zwischen Substrat und aktiven Zentrum führen. Wird dieser Temperaturpunkt überschritten, fällt die Geschwindigkeit der enzymatischen Reaktion stark ab, da die thermische Energie die nichtkovalenten Wechselwirkungen in der dreidimensionalen Struktur stört, welche für die Stabilisation verantwortlich sind. Die Folge ist die Zerstörung der Enzymstruktur, die Denaturierung. Daraus folgt, dass jedes einzelne Enzym ein Temperaturoptimum innehat, bei dem die Reaktionsrate ihr Maximum erreicht, also „die größte Zahl von Interaktionen zwischen Enzym und Substrat“^[14] ohne die Denaturierung dessen. Menschliche Enzyme haben ihr Temperaturoptimum meist im Bereich der Körpertemperatur. Enzyme von hitzetoleranten Bakterien haben dagegen ihr Temperaturoptimum bei etwa 70°C oder steigend (Abbildung A5). Die Denaturierung in Folge der Temperatur ist irreversibel.^[15]

3.1.2.2 pH-Wert

Neben der Optimaltemperatur gibt es auch einen optimalen pH-Wert, welcher zur aktivsten Reaktionsrate der Enzyme führt. Normalerweise liegt der optimale Bereich bei 6 bis 8.

Doch das Verdauungsenzym Pepsin, welches im Magen vorkommt, hat sein pH-Optimum bei 2. Ein so niedriger pH-Wert würde zu Denaturierung der meisten Enzyme führen, aber die Proteinstruktur von Pepsin ist daran bestens angepasst. Dagegen hat Trypsin, ein Verdauungsenzym im Darm, sein pH-Optimum bei einem pH-Wert von 8 (Abbildung A5). Die Denaturierung in Folge des pH-Wertes ist meistens reversibel.

3.1.2.3 Schwermetalle

Schwermetalle wirken als Enzyminhibitoren, welche die Aktivität des Enzyms herabsetzen bzw. sie voll funktionsunfähig machen. Bei dieser nichtkompetitiven Hemmung binden die Schwermetalle irreversibel an das Enzym, entweder im aktiven Zentrum oder an anderer Stelle, was eine Konformationsänderung und damit die Unfähigkeit zur Bindung von Substraten nach sich zieht.^[16] Schwermetallionen können sich bevorzugt an den Aminosäuren L-Cystein, L-Asparaginsäure und der L-Glutaminsäure anlagern.^[17] Bei den beiden Letzteren ist dies nur der Fall, wenn die sauren Aminosäuren in eine neutrale bis basische Umgebung gelangen, so dass sich ein Schwermetallion an das einfach negativ geladene Sauerstoffion des sauren Carboxylrestes (COO-) anlagern kann, welches sich je nach Dissoziationskonstante der jeweiligen Aminosäure im neutralen bis basischen Bereich bildet.^[18] Einfach geladene Schwermetallionen werden von einer Carboxylgruppe gebunden, zweifach positiv geladene Ionen überbrücken dann zwei Carboxylgruppen und für dreifach positv geladene Ionen braucht es drei Carboxylgruppen, welche verteilt im Proteinmolekül liegen können und damit die gesamte Struktur beträchtlich determinieren.

Das Besondere am Bau der Aminosäure L-Cystein ist die Sulfhydrylgruppe (-SH). Normalerweise entsteht durch Oxidation dieser Gruppe eine Disulfidbrücke, bei der zwei Cysteinreste miteinander eine intermolekulare Bindung eingehen und L-Cystin entsteht.^[19] Diese Reaktion katalysiert die Oxidoreduktase Thiolase unter der Bildung von Wasserstoffperoxid.^[20] Die Disulfidbrücken sowie Wasserstoffbrücken, ionische Bindungen und Van- der-Waals-Kräfte sind für die Bildung und den Erhalt der Tertiär- und Quartiärstruktur der Proteine verantwortlich. Bei der Abspaltung von Wasserstoff entsteht ein einfach negativ geladenes Schwefelion und ein einfach positiv geladenes Wasserstoffion (Proton). Ein zweifach positiv geladenes Metallion wie Kupfer kann mit den Schwefelionen beider Cysteinreste in Wechselwirkung treten und verbindet diese miteinander durch eine Ionenbindung. Es entsteht L-Cystin mit einem Schwermetallion zwischen den beiden Schwefelionen. Dreifach positiv geladene Schwermetallionen benötigen bei solch einer Bindung noch eine Carboxylgruppe einer anderen Aminosäure. Zwei Cysteinreste, die vorher aufgrund der SH-Gruppen nicht miteinander verbunden waren, können nun durch (Schwer-)Metalle überbrückt werden. Diese Ionenbindung der Cysteinreste mit dem Metallion bewirkt nun eine Veränderung der Struktur der Proteine. Die Ionenbindung hat Auswirkungen auf alle anderen Bindungen zwischen den Aminosäuren der Proteinkette. Teile der Proteinkette können nun angezogen werden. Verstärkt wird dieser Effekt dadurch, dass nun Atome oder Ionen der Aminosäuren ebenfalls aufeinandertreffen, die Bindungen wie Ionenbindung und Wasserstoffbrücken eingehen können. Es werden Teilbereiche des Enzyms (Domänen) gegenseitig verschoben, d.h. einander näher gebracht oder auch voneinander entfernt. L-Asparaginsäure und L-Glutaminsäure haben eine analoge Wirkung, da durch Wechselwirkung ihrer Carboxylgruppen mit (Schwer-)Metallen die Bindungen im Proteinmolekül in ähnlicher Weise gestört werden. Diese Strukturveränderung kann eine Weitung bzw. Verkleinerung des aktiven Zentrums zur Folge haben. Bei der Verkleinerung geschieht die Bindung innerhalb des aktiven Zentrums, hingegen findet die Vergrößerung außerhalb statt. Daraus folgt, dass das eigentliche Substrat des Enzyms nicht mehr gebunden werden kann, sondern größere oder kleinere Substrate. Das Enzym verliert seine eigentliche Funktion.

Die beschriebenen Vorgänge werden in der Animation (siehe CD-Fach im Einband) dargestellt.

3.2 Bodenenzyme und mikrobielle Aktivität

Die Hauptverantwortlichen für Stoffumsetzungsvorgänge im Boden, z.B. für den Abbau von Pflanzenresten, sind Enzyme und Mikroorganismen. Dabei setzen Enzyme höhermolekulare Stoffe z.B. Cellulose um, indem sie diese katalytisch spalten. Somit werden die Abbauprodukte für die Mikroorganismen oder Pflanzen bereitgestellt. Enzymen kann deshalb die Bezeichnung als „antreibende Kraft“ der Stoffkreisläufe im Pflanzen-Boden-System zugesprochen werden.^[21]

3.2.1 Aufgaben, Lokalisation und Funktionsweise von Bodenenzymen

Die Enzymaktivität des Bodens vereint die Aktivitäten von zellfreien und zellgebundenen Enzymen, welche größtenteils mikrobiellen aber auch pflanzlichen und tierischen Ursprungs sind oder von Pilzen gebildet werden.^[22] Die Bestimmung der Enzymaktivitäten lässt Rückschlüsse auf verschiedene Teilprozesse der Stoffwechselkreisläufe und Entwicklung des Bodens zu.^[23]

Um die Funktionsweise von Bodenenzymen erfassen zu können, ist deren genaue Lokalisation und Bindung im Boden zu katalogisieren. Es werden zwei Arten von Bodenenzymen unterschieden. Zum einen zellfreie Enzyme, die sogenannten Exoenzyme. Entweder treiben sie in der Bodenlösung oder kommen durch Absorption an Tonmineralen bzw. organischer Substanz vor. Sie gelangen durch Ausscheidungen oder Lyse von Zellen in die Bodenlösung. Die Mehrheit der Exoenzyme kann den Hydrolasen des C-, N-, S- und P-Stoffwechsels zugeordnet werden, wie z.B die saure Phosphatase.

Die zweite Gruppe sind die zellgebundenen Enzyme, die sogenannten Endoenzyme. Fast alle gehören zu den Oxidoreduktasen, welche hauptsächlich von Mikroorganismen gebildet werden, wie z.B. die Katalase.^[24]

Bodenenzyme, aus hochentwickelten Proteinen aufgebaut, katalysieren nur bestimmte chemische Reaktionen, welche am aktiven Zentrum stattfinden, und dienen der Aufrechterhaltung der Stoffumsetzungsvorgänge und als Grundlage des Lebens im Boden. „Mittels Hydrolyse- und Redoxreaktionen erfolgt der enzymatische […] [Abbau toter organischer Substanz]. Die Prozesse bewirken eine Freisetzung von Makro- und Mikronährstoffen, die von der mikrobiellen Biomasse und den Pflanzen reassimiliert werden.“^[25]

Standortfaktoren, wie Bodenart, Bodenfeuchte, Bodentemperatur, pH-Wert, Humusgehalt, Vegetation, Schadstoffbelastung und Nutzungsform beeinflussen die Aktivität der Bodenenzyme.^{[26] [27]} Die Ausprägung eines hohen Spezifizierungsgrades der Enzyme lässt dementsprechend nur hohe Aktivitäten im optimalen Bereich zu. Hemmungen oder Denaturierungen der Enzyme, infolge struktureller Veränderungen durch Abweichung vom pH- und Temperatur-Optimum sowie Anlagerung von Schwermetallionen an die funktionellen Gruppen des Proteins bewirken das Verlassen des Optimalbereiches.^[28] Um die Stabilität gegenüber diesen chemischen, physikalischen sowie biologischen Einflüssen zu stärken, absorbieren Bodenenzyme an Tonminerale und organische Substanzen. Der Nachteil aufgrund dieses Verhaltens besteht darin, dass die Strukturveränderung infolge der Absorption an den genannten Stoffen zur Reduzierung bzw. Verlust der Aktivität der Enzyme führen kann.^[29] Jeder Boden ist durch ein individuelles Enzymsystem geprägt, welches von der Entwicklung der Mikroorganismengesellschaft, Hauptbildner der Bodenenzyme, abhängig ist.^[30]

3.2.2 Eigenschaften der untersuchten Bodenenzyme

Die Hydrolasen, saure und alkalische Phosphatase, sind an der Katalyse wichtiger Stoffwechselreaktion des P- Kreislaufes im Boden beteiligt. Ihre Aufgabe besteht in der Umsetzung großer organischer Verbindungen, um sie den Mikroorganismen und Pflanzen zur Verfügung stellen zu können. „[Phosphat] ist neben Stickstoff [der] zeitwichtigste [Nährstofflieferant] […], es nimmt eine wichtige Funktion in essentiellen physiologischen Prozessen der Energiespeicherung und -freisetzung im zellulären Metabolismus ein.“^[31] Die Katalase (Oxidoreduktase) hingegen ist für die Aufrechterhaltung von Stoffwechselvorgängen der Mikroorganismen und Pflanzen verantwortlich. Im folgenden Abschnitt werden die Eigenschaften der Bodenenzyme erläutert.

3.2.2.1 Alkalische und saure Phosphatase

Bei der sauren und alkalischen Phosphatase handelt es sich um extrazelluläre Enzyme, Phosphomonoesterasen. Sie katalysieren die hydrolytische Spaltung von Phosphatmonoestern, im Boden vorhandenem organisch gebundenem Phosphor, zu Phosphat und Alkohol (Abbildung A6). Somit wird das Phosphat den Mikroorganismen und Pflanzen als Nährstoff verfügbar gemacht. Sie zeichnen sich durch ihre breite Spezifität an umsetzbaren Substraten aus und werden durch ihr unterschiedliches pH-Optimum voneinander getrennt. Das pH-Optimum der sauren Phosphatase liegt bei 4-6,5, hingegen ist die höchste Aktivität der alkalischen Phosphatase bei dem pH-Wert 9,4-10.^[32] Das Temperaturoptimum der beiden Enzyme liegt bei 40°C – 60°C. Das Phosphat, das Produkt der enzymatischen Reaktion, wird für den Aufbau von Biomembranen (Phospholipide) und Nukleinsäuren sowie für die zelluläre Energieversorgung (ADP/ATP) benötigt. Mangelt es im Boden an Phosphat, werden verstärkt Phosphatasen gebildet.^[33] Doch es kann auch selbst als allosterischer Inhibitor wirken (negative Rückkopplung), wenn zu viel von ihm im Boden vorhanden ist.^[34] Der Ursprung beider Enzyme muss auch getrennt betrachtet werden. Die saure Phosphatase wird von Pflanzen als auch von Mikroorganismen gebildet, hingegen findet man die alkalische Phosphatase nur in Mikroorganismen oder tierischen Gewebe vor.^[35] Des Weiteren sind die Enzyme im Boden sehr stabil und werden durch das Vorhandensein an organischer Substanz und Wasser positiv beeinflusst.^[36]

3.2.2.2 Katalase

Die Katalase, welche den Oxireduktasen, speziell den Peroxidasen zugeordnet wird, katalysiert die Spaltung von Wasserstoffperoxid zu Wasser und Sauerstoff, somit den Abbau des Zellgiftes (Abbildung A7). Das toxische Substrat ist ein Produkt des Atmungsstoffwechsels. Dessen Umsetzung verhindert die Oxidation von reaktiven Enzymgruppen, wie SH-Gruppen und damit die Funktionsunfähigkeit von Enzymen.^[37] Das Enzym Katalase wird von Mikroorganismen als auch von Pflanzen produziert. Seine Aktivität erstreckt sich über einen pH-Bereich von 3-9. Katalase kommt im Boden als zellgebundenes aber auch nach dem Tod der Zelle als zellfreies Enzym vor.^[38] Außerdem ist sie im Boden wie die Phosphatasen sehr stabil und zeigt eine positive Beeinflussung durch organische Substanzen.^[39]

3.2.3 Mikrobielle Aktivität

Die mikrobielle Aktivität im Boden setzt sich aus allen biochemischen Stoffumsetzungen zusammen, welche von Mikroorganismen enzymatisch katalysiert werden.^[40] Sie ist verantwortlich für die Bildung und Umwandlung von Biomasse, Abbau von Pflanzen- und weiteren organischen Resten sowie für die Abgabe von Pflanzennährstoffen.^[41] „Durch ihre vielseitigen biochemischen Aktivitäten leisten vor allem die Bodenmikroorganismen einen unersetzlichen Beitrag für den Erhalt eines stofflichen Gleichgewichts in der Biosphäre“^[42]. Die mikrobielle Aktivität gibt Aufschluss über die Aktivität der Mikroorganismen im Boden.^[43] Entweder sind die Enzyme an lebenden Zellen gebunden oder werden größtenteils von Mikroorganismen gebildet.

3.2.3.1 Alkalische und saure Phosphatase

Wie schon im vorherigen Kapitel erläutert, grenzt sich die alkalische Phosphatase durch ihr anderes pH-Optimum (9,4-10) von der sauren Phosphatase (4-6,5) ab. Sie kann sehr gut als Indikator für die mikrobielle Aktivität eingesetzt werden, da sie fast ausschließlich von Mikroorganismen gebildet wird. Die saure Phosphatase hingegen wird auch von Pflanzen gebildet. Entfernt man alle Pflanzen- und Wurzelreste in den Proben, ist sie auch geeignet die mikrobiellen Verhältnisse zu charakterisieren.^[44]

3.2.3.2 Katalase

Ihren Einsatz als Indikator verdankt die Katalase ihrem großen pH-Aktivitätsbereich (3-9). Sie wird zwar auch von Pflanzen produziert, aber entfernt man alle Pflanzen- und Wurzelreste in den Proben, ist sie auch ein Maß für die mikrobielle Aktivität.^[45]

3.3 Schwermetalle

Schwermetalle sind definiert als jene metallischen Elemente, die eine Dichte höher als 5,6 g cm-3 aufweisen und als Übergangselemente in der 4. bis 6. Periode im Periodensystem vorkommen. Die Verbreitung eines jeden Schwermetalls in der Erdkruste ist sehr unterschiedlich. Sie kann von einigen mg dm-3 (Cadmium, Quecksilber und Molybdän) über mehrere Promille (Mangan und Titan) bis hin zu Prozenten (Eisen) reichen. Zu den essentiellen Spurenelementen für das pflanzliche Wachstum gehören Kobalt, Kupfer, Eisen, Mangan, Molybdän und Zink, darüber hinaus benötigen tierische Organismen noch Chrom und Zinn.^[46] Diese Metalle spielen in geringen Konzentrationen „eine unersetzbare Rolle beim Zellwachstum und bei der Aufrechterhaltung von metabolischen Funktionen.“^[47] Alle anderen Schwermetalle, wie Cadmium, Quecksilber und Blei, wirken schon in geringsten Mengen toxisch und haben keinerlei biologische Funktion^[48]. Zusätzlich können die essentiellen Spurenelemente, wenn sie einen bestimmten Grenzwertwert überschreiten, auch eine schädliche Wirkung ausüben.

Die Mehrzahl der Schwermetalle im Boden kommt in kationischer Form vor (z.B. Cu2+), außer Molybdän, welches immer als MoO42- existiert.^[49] Genauso kann Chrom „in humusarmen, gut durchlüfteten Böden als CrO42- vorkommen, in stärker humosen Böden wird es rasch zu Cr3+ reduziert.“^[50]

Aufgrund des Muttergesteins hat jeder einzelne Boden von Natur aus einen individuellen Gehalt an Schwermetallen. Diese werden bei der Verwitterung des Primärgesteins abgesondert und somit teils für die Bodenorganismen, Pilze und Pflanzen verfügbar gemacht. Aufgrund von globalen Zirkulisationssystemen gelangen Schwermetalle aus Industrie- und Verkehrsemissionen durch Niederschläge und atmosphärischen Staub annähernd überall auf die verschiedenen Böden.^[51] „ Da die zivilisatorischen Emissionen in ihrer Mehrzahl aus Punktquellen stammen (Industriekomplexe, Kehrichtverbrennungsanlagen und Verkehrsknotenpunkte)“^[52], sind in ihrer Nähe stark übersteigende Grenzwerte vorzufinden. Der Schwermetallentzug an naturbelassenen Standorten durch Pflanzen ist nicht von Dauer, da die bioabsorbierte Menge mit dem Streu fast im selben Anteil wieder in den Boden gelangt. An landwirtschaftlich genutzten Böden verhält sich dies anders, da nur ein Teil der Schwermetalle in den Boden zurückgeführt wird. Dies geschieht entweder „direkt mit […] [dem] Streu oder indirekt mit Hofdüngern“^[53]. Klärschlamm und Kompost sind die Hauptquellen, aus denen gewaltige Mengen an Schwermetallen zusätzlich in den Bodenkreislauf geführt werden. Zusätzlich enthalten vor allem Phosphatdünger Spuren von Schwermetallen.^[54]

„In der Bodenmatrix werden die Schwermetalle zur Hauptsache an Huminstoffe, Tonmineralien und Sesquioxide (Eisen- und Aluminiumoxide sowie Hydroxide) absorbiert“^[55] und bilden Komplexe in Abhängigkeit vom pH-Wert. Das bedeutet, dass die Stabilität der Komplexe sowie ihre Bindungskapazität mit abnehmendem pH-Wert sinken.^[56] Somit ist in sauren Böden „die relative Verfügbarkeit und die Mobilität der Schwermetalle größer als unter neutralen Bedingungen.“^[57] Dagegen kommen in der Bodenlösung neben Aquakomplexen und geladenen Komplexen auch geladene Ionen und ungeladene Ionenpaare vor.^[58]

3.3.1 Kupfer

Im folgenden Abschnitt wird das Schwermetall Kupfer gesondert betrachtet, da es in der Versuchsreihe zur Kontamination verwendet wurde.

3.3.1.1 Quellen und Gehalte im Boden

Unbelastete Böden weisen Kupfergehalte bis zu 100 mg/kg (ÖNORM L 1075 Richtwert) auf, dagegen können in belasteten Böden Gehalte von > 1000 mg Cu/kg gemessen werden. Kupfer als sehr guter Elektrizitäts- und Wärmeleiter findet dementsprechend in der Elektro- und Galvanikindustrie Verwendung. Des Weiteren wird Kupfer für Legierungen und Fungizide eingesetzt. Kupferanreicherungen im Boden entstehen zum einen durch Ausbringen von Klärschlämmen sowie von Schweinegülle, welche durch kupferhaltige Futterzusätze (um 850 mg/kg Trockensubstanz) eine erhebliche Belastung darstellen. Atmosphärische Kupfereinträge finden sich hauptsächlich in der Umgebung von Müllverbrennungsanlagen (um 200 mg/kg Flugasche), Kupferhütten und kupferverarbeitenden Betrieben. Anreicherungen dieses Metalls finden sich auch in Flusssedimenten durch industrielle Abwässer.^[59]

3.3.1.2 Verhalten im Boden

Kupfer wird im Boden vor allem durch Absorption an Bodenkomponenten gebunden. Organische Substanzen sowie Eisen- und Manganoxide bilden die Hauptabsorptionsquelle. Der pH-Wert beeinflusst die Löslichkeit und Verfügbarkeit von Kupfer im Boden. So steigt diese bei pH- Werten von <5 stark an. Zudem können „lösliche organische Komplexbildner […] jedoch auch bei pH-Werten >5 eine Kupfermobilisierung bewirken.“^[60] Aufgrund der starken Bindung von Kupfer mit organischen Substanzen, Tonmineralien und Eisen- sowie Manganoxiden ist die „vertikale Verteilung im Bodenprofil gemeinhin relativ gleichmäßig“^[61]. Somit ist es sehr wahrscheinlich, dass Kupfer in sauren, sandigen Böden aus dem Oberboden ausgewaschen wird, da die Mobilität und Löslichkeit unterhalb von pH-Wert 5 stark zunimmt.^[62]

3.3.2 Wirkung von Schwermetallen auf Mikroorganismen

Wie schon im vorherigen Kapitel erläutert, führen Schwermetalle zu funktionellen Störungen der Enzyme der Mikroorganismen und daher der mikrobiellen Stoffumsetzung. Die Reduktion der mikrobiellen Biomasse sowie der mikrobiellen Aktivität „hat zur Folge, dass wesentliche Umsetzungsprozesse wie Abbau und Umsetzung organischer Substanz oder die Mineralisation von Stickstoff empfindlich gehemmt werden.“^[63] Des Weiteren beeinflussen Schwermetalle in negativer Weise die Integrität der Zellmembran, die Reproduktion, physiologische Prozesse, die Morphologie und den Metabolismus der Mikroorganismen.^[64]

3.4 Renaturierung

Unter Renaturierung wird in dieser Arbeit die Wiederherstellung und Etablierung eines funktionierenden Bodensystems und die Minimierung von schädlichen Umwelteinflüssen nach Schwermetallbelastung verstanden. In diesem Versuch steht die Verbesserung der Ausgangssituation für die Bodenmikroorganismen und -enzyme an vorderer Stelle, da sie die treibenden Kräfte der Bodenbildung sind. Die biogeochemischen Kreisläufe sind von ihnen abhängig und bestimmen ihrerseits aber wieder die Bodeneigenschaften, welche für die Fruchtbarkeit eine bedeutende Rolle spielt. Die Rahmenbedingungen für die Renaturierung stellen das Klima und die Topografie dar. Eine funktionierende Gemeinschaft an Bodenmikroorganismen bildet die Grundlage für ein funktionierendes Bodensystem, da diese organische Stoffe abbauen und wieder neubilden (z.B. Huminstoffe). Außerdem verleihen die organischen Substanzen dem Boden die Eigenschaften, den pH-Wert zu puffern, Wasser und Nährstoffe zu speichern, aber sie sind auch eine eigene Nährstoffquelle. Zudem steigern sie die Austauschkapazität und beeinflussen die Bodenstruktur positiv, wodurch sich der Wasser-, Luft- und Wärmehaushalt verbessert.^[65]

3.4.1Bekämpfung von Schwermetallkontaminationen

In der Umwelt vorhandene Schwermetalle unterliegen Transformationen, wobei diverse mobile und/oder immobile Formen entstehen.^[66]

Die Renaturierung kann durch gezielte Maßnahmen gefördert und gesteuert werden. „Die vorhandene Milieusituation und die limitierenden Faktoren für den Schadstoffabbau müssen möglichst genau erfaßt werden. [Das Ausgangsmaterial weist oft ungünstige Eigenschaften hinsichtlich Schadstoffbelastung, Nährstoffgehalt, Wasserhaltevermögen, pH-Wert und Bodenstruktur auf.] Es müssen Wege gefunden werden, diese nicht optimalen Bedingungen so zu verändern, daß eine Optimierung des Schadstoffabbaus erreicht wird.“^[67]

„Im Gegensatz zu organischen Fremdstoffen, welche im günstigen Falle mineralisiert und damit vollkommen eliminiert werden, können Schwermetalle nicht über diesen Weg“^[68] abgebaut werden.

Grundsätzlich lässt sich die Kontamination mit Schwermetallen durch chemische und physikalische Verfahren (z.B. „Verringerung der Metallkonzentration durch Tiefumbruch oder Beimengen unbelasteten Bodenmaterials […] [oder] Abtrag […] [und]Reinigung durch Extraktion mit Chelatoren“^[69] ) bekämpfen. In dieser Arbeit stehen biologische Verfahren im Vordergrund. Vorweg muss aber gesagt werden, dass eine echte Schadstoffbeseitigung nach biologischen Verfahren nicht bzw. nur schwer möglich ist, da Schwermetalle nicht biologisch abgebaut, sondern nur umgewandelt bzw. transformiert werden.

Die Mobilisierung ist eines der zwei möglichen biologischen Schwermetalleliminierungsprozesse. Dabei werden mittels biologischer Laugung die Schwermetalle aus ihren Bindungen freigesetzt und können aus dem Boden ausgewaschen werden. Eine andere Möglichkeit, welche in dieser Arbeit im Vordergrund steht, ist die Biosorption. Dabei werden die Schwermetalle in die Zellen der Bodenmikroorganismen aufgenommen bzw. lagern sich an die Bodenenzyme an und werden damit gespeichert.^[70] Das Ausgangssubstrat muss dementsprechend vorbehandelt werden für die Steigerung der mikrobiellen Aktivität. Die Vorbehandlung kann durch Düngung oder Anreichern von organischer Substanz geschehen, um den Nährstoffgehalt zu erhöhen zur Verbesserung der Entwicklung der Mikroorganismen. „Allerdings besteht hier die Schwierigkeit, daß die vorhandenen Schadstoffe, auch wenn sie nun in resorbierter Form in den Mikroorganismen vorliegen, weiterhin im Boden vorhanden sind. Die Entfernung der schwermetallhaltigen Mikroorganismen stellt sich als ein aufwendiges Unterfangen dar […]“^[71], welche sanierungstechnisch nur schwer erfasst und entfernt werden können.

3.4.2 Bodenqualität

Die Verbesserung der Bodenqualität kann zur Beurteilung des Renaturierungserfolges heran gezogen werden. In dieser Arbeit werden unter einer guten Bodenqualität eine hohe mikrobielle Aktivität sowie ein großer Anteil an organischer Substanz verstanden, des Weiteren eventuell eine geringere Schwermetallkonzentration.

4. Untersuchungsgebiet

4.1 Geographische Lage

Radeberg ist eine Große Kreisstadt, welche sich am südwestlichen Rande des sächsischen Landkreises Bautzen ^[72] befindet sowie westlich durch die Dresdener Heide, bei der es sich um ein etwa 6.133,2 ha ^[73] großes flachwelliges, fast geschlossenes Waldgebiet handelt, begrenzt wird.^{[74] [75]} Im Norden sowie im Osten der Stadt werden die Ausläufer des Lausitzer Berglands deutlich, aber Radeberg gehört geographisch zugeordnet zum Südwestlausitzer Hügelland. Der übergeordnete Naturraum, zu welchem Radeberg gehört, wird als Westlausitzer Hügel- und Bergland bezeichnet, ^[76] welcher seinerseits Teil des sächsischen Lößgürtels ist.^[77] Des Weiteren fließen durch die Stadt die Große Röder und die Schwarze Röder, welche sich in Reichweite der Pestalozzischule vereinigen (Abbildung A8).

Die Proben des industriellen Bodens wurden vom ehemaligen VEB Kokosteppichweberei-Gelände in Radeberg entnommen (Abbildung A9). Dieser Industriekomplex befindet sich am östlichen Stadtrand an der Kleinwolmsdorferstraße sowie am Mühlgraben der Schwarzen Röder (geogr. Breite: 51°6`29.45``N, Länge: 13°55`55.83``E).

Die Proben des naturnahen Waldbodens stammen aus der Dresdner Heide am südwestlichen Ortsrand von Radeberg (Abbildung A10) in der Nähe des Flügelweges (geogr. Breite: 51°5`44.99``N, Länge: 13°54`26.62``E).

4.2 Geologie

Radeberg wird geologisch zur Lausitzer Antiklinalzone bzw. zum Lausitzer Granit-Granodiorit Komplex zugeordnet.^[78]

Der industrielle Standort befindet sich im Südwestlausitzer Hügelland und an den Ausläufern des Lausitzer Berglands. Das östliche Lausitzer Bergland, Teil eines sehr großen Intrusivkomplexes in Mitteleuropa, sowie das Südwestlausitzer Hügelland bestehen hauptsächlich aus dem Untergrundgestein Zweiglimmergranodiorit,^[79] welches vielerorts von jüngeren Sedimenten (Treibsande bzw. Lössderivate) bedeckt wird.^[80] Das Gebiet hat eine komplexe geologische Struktur mit tektonischen Störungen sowie Überschiebungen. Der Granodiorit, welcher auch umgangssprachlich als Lausitzer Granit bezeichnet wird, wurde in der Vergangenheit in zahlreichen Steinbrüchen gefördert und bildete das Zentrum der Granitindustrie in Deutschland. Der Lausitzer Granit zeichnet sich durch seine hohe Druck- und Biegezugfestigkeit sowie Frost-, Witterungs- und Säurebeständigkeit aus.

Das Gebiet der zweiten Probenentnahme zählt zur Dresdner Heide. Die Dresdner Heide befindet sich ebenfalls wie der industrielle Standort auf der Lausitzer Platte. Zweiglimmergranodiorit aber auch Syenodiorit, welche vom Meißner Syenit-Granitmassiv stammen, bilden das Untergrundgestein,^[81] dass von altpleistozänen Schmelzwassersanden und Kies mächtig bedeckt ist^[82] mit Ausnahme an der Lausitzer Verwerfung (Prießnitzwasserfall).

4.3 Klima und Wasserhaushalt

In Radeberg ist das Übergangsklima der Gemäßigten Klimazone vorherrschend. Es ist gekennzeichnet durch gemäßigte/milde Temperaturen mit einem Maximum in den Sommermonaten. Des Weiteren fallen die Niederschläge ganzjährig, aber mit einem Maximum im Sommer und einem Nebenmaximum im Winter. Im Westlausitzer Hügel- und Bergland fallen im Jahr durchschnittlich 727 mm, mit einem Maximum im Juli mit etwa 90 mm. Die Jahresdurchschnittstemperatur liegt bei ca. 8,3 Grad Celsius und es ist ganzjährig humid. Die Temperaturen sowie die Niederschläge des Westlausitzer Hügel- und Berglandes werden maßgeblich vom Oberlausitzer Bergland beeinflusst. „Die Differenz vom mittleren Niederschlag und potenzieller Verdunstung wird als klimatische Wasserbilanz (KWB) bezeichnet“^[83], welche Auskünfte über Defizite oder Überschüsse des Wasserhaushaltes gibt. Mit einem Wert von 130 mm weist das Westlausitzer Hügel- und Bergland einen guten Wasserhaushalt auf.^[84] „Das Übergangsklima [der Gemäßigten Klimazone] bildet den fließenden Übergang zwischen dem Seeklima der Westseiten und dem kühlen Kontinentalklima. Es kommt nur in Europa vor. Daher ist der Westen dieses Klimas ozeanisch geprägt, während der Osten eher kontinental beeinflusst wird.“^[85] Des Weiteren steht dieser Klimabereich ganzjährig unter Einfluss der außertropischen Westwinde mit seinen Zyklonen und Antizyklonen.

4.4 Böden

Das Südwestlausitzer Hügelland im östlichen Bereich von Radeberg kennzeichnet sich durch die Ausbildung von Podsol-Braunerden aus Hanglehmen über mäßig basenarmen metamorphen Festgestein (Granodiorit). Hingegen bildete sich auf den sauren Sand-, Syenit- oder Granodioritschichten in der Dresdner Heide nährstoffarmer Podsol-Braunerdeboden aus Fluvisand, welcher lokal von Flugsand überlagert wird, ^[86] und bei dem sich wie beim industriellen Standort bestimmte „Substanzen in tiefere Horizonte verlagern und dort verfestigen“^[87].

Verbraunung und Podsolierung sind maßgebliche Faktoren bei der Bildung einer podsolierten Braunerde. Die Verbraunung ist der wichtigste bodenbildende Prozess in der Entwicklung einer Braunerde. Dabei verwittern eisenhaltige Minerale des Primärgesteins und es kommt zur Neubildung und gleichmäßigen Verteilung von Tonmineralen und Eisenoxidhydraten im Mineralhorizont des Unterbodens (B-Horizont). Diese Prozesse führen schließlich zur Versauerung.^[88] „Die Verbraunung ist ein typischer Bodenbildungsprozess, der in Laub- und Mischwäldern unter den humiden Bedingungen der kühl-gemäßigten Klimazone einsetzt.“^[89]

Stattdessen findet bei der Podsolierung eine abwärts gerichtete Umlagerung an Eisen-, Mangan- und Aluminiumoxiden sowie gelöster organischer Stoffe unter stark saurer Reaktion statt, „ […]weil dann Nährstoffmangel den mikrobiellen Abbau der organischen Komplexbildner hemmt.“^[90] Außerdem beeinflusst auch ein kühlfeuchtes Klima den Prozess positiv. Diese extremen Anreicherungen führen zu einer Verfestigung der tieferen Bodenschichten (B-Horizont), welche je nach Verfestigungsgrad Kittgefüge oder Ortsstein durch Umhüllen und Verkleben von Mineralpartikeln bilden.^[91]

Podsolierte Braunerde kennzeichnet sich durch einen leicht säuregebleichten, aschfarbenen, etwas an Metallverbindungen verarmten, ungleich humosen Oberboden (Aeh) mit folgendem Bleichsaum.^[92] Das Bodenprofil charakterisiert sich in der Regel weiter durch einen gleitenden Übergang in den braun gefärbten, leicht an Metallverbindungen angereicherten Bv-Horizont mit mäßiger Verfestigung. Der C-Horizont folgt in einer variablen Tiefe von 25 – 150 cm.^[93] Ein niedriger pH-Wert ist ein weiteres Merkmal dieses Bodentyps.^[94]

Eine mächtige Humusschicht war bei der Probenentnahme in der Dresdner Heide erkennbar, aufgrund des durch Nährstoffarmut und saure Bodenverhältnisse gehemmten Streuabbaus.

Stattdessen war bei der Probenentnahme am industriellen Standort, keine Humusschicht zu erfassen, welche wahrscheinlich eine Folge der intensiven menschlichen Aktivität und geringeren des geringeren Bewuchses war.

Anzumerken ist, dass der Boden am industriellen Standort nicht naturbelassen ist, sondern unter menschlichen Eingriffen stand, deshalb ist eine Bodenentwicklung mit klarem Bodenprofil an einem derartigen Standort unwahrscheinlich und somit die Zuordnung zum Bodentyp Podsol-Braunerden aus Hanglehmen mit großer Wahrscheinlichkeit fehlerhaft. Aufgrund dieser Tatsache kann der Boden an diesem Standort als anthropogene/technogene Ablagerung bezeichnet werden.^[95]

4.5 Vegetation

Der sommergrüne Laub- und Mischwald ist die vorherrschende Vegetationszone des Übergangsklimas, ebenso wie beim Seeklima der Westseiten.

Bei der Probenentnahme konnte dies am Standort Dresdner Heide bestätigt werden. Im Gegensatz zum Waldboden, welcher noch von Gräsern bedeckt war, lag der industrielle Boden brach bzw. war teilweise von getrocknetem Laub oder Gräsern bedeckt. Der sommergrüne Laub- und Mischwald war erst in einiger Entfernung vom Industriekomplex vorhanden.

5. Methoden und Auswerteverfahren

5.1 Probenennahme und Vorbereitung

Die Probenentnahme erfolgte am 26.08.2012 von den zwei unterschiedlichen Standorten. Dabei wurde jeweils etwa 30 kg Boden der oberen 20 cm, biologisch am aktivsten, entnommen und alle Pflanzen und Wurzelreste entfernt. Am 04.09.2012 erfolgte dann die Schwermetalluntersuchung der Proben der zwei Standorte (Waldboden: Cu-Gehalt: 14 mg/kg), industrieller Boden: Cu-Gehalt: 20 mg/kg). Erstaunlicherweise zeigten die Ergebnisse, dass am industriellen Standort keine Kontamination vorlag. Deshalb musste die Probe nachträglich mit drei Gramm Kupfersulfat kontaminiert werden, indem die 30 kg Probe in 5 a 6 kg schwere Proben geteilt und mit dem Kupfersulfat in destilliertem Wasser gelöst vermengt wurde. Es wurde Kupfer als Kontaminationsmittel ausgesucht, da es auch privat zugänglich ist. Am 08.10.2012 erfolgte eine weitere Schwermetalluntersuchung und nun konnte in der behandelten Probe die Kontamination nachgewiesen werden (Cu-Gehalt 174 mg/kg). Am 24/25.10.2012 begann die Analyse der Proben auf die Enzyme Katalase und Phosphatase sowie pH-Wert und Leitfähigkeit. Bis dato wurden die Proben nur feucht gehalten (10 ml Wasser pro 100 g) um einen Nullwert/Startwert zu erreichen. Es wurde destilliertes Wasser benutzt, um keine Fremd- bzw. Schadstoffe in die Proben einzuleiten, welche die Ergebnisse verfälschen. Nach der Ermittlung des Startwertes wurden die Proben jeweils in 9 Einzelproben unterteilt. 3 Einzelproben bildeten eine Einheit, unterschieden wurde zwischen den Kontrollproben, Proben mit Stickstoffzufuhr und Proben mit Kohlenstoffzufuhr. Nun erfolgte die Nährstoffzugabe im Verhältnis 1/10 (0,1 mg N/1 mg C pro 1 g Boden) zweimal pro Woche gelöst im destillierten Wasser (Tabelle A1 & A2). Die Aktivität der Katalase und der Phosphatase wurden innerhalb einer Zeitspanne von sechs Monaten viermal untersucht. Außerdem wurden immer die

Trockenmasse und der Wassergehalt der Proben bestimmt. Am Ende der Analyse geschah noch eine Schwermetall- und Biomassenuntersuchung sowie pH-Wert-, Leitfähigkeits-, Bodenart- und Bodenfarbenbestimmung. Aufgrund von labortechnischen Kapazitäten konnten nicht alle 3

Proben einer Einheit untersucht werden, sondern die Wiederholungsmethode wurde vereinfacht, so dass aus den 3 Proben bestimmte Mengen Boden genommen, gemischt und dann analysiert wurden. Demzufolge wurde ein Mittelwert gebildet.

Die Proben wurden während der gesamten Versuchszeit in einem Regal im Wintergarten gelagert und etikettiert (Abbildung A11 und A12). Mit einer Klimaanlage im Sommer und einer Heizung im Winter konnte die Temperatur annähernd konstant auf etwa 20 – 25 °C gehalten werden.

5.2 Abiotische Bodeneigenschaften

Zur näheren Charakterisierung der Proben wurden physikalische und chemische Parameter bestimmt, welche im folgenden Abschnitt näher erläutert werden.

5.2.1 pH-Wert und elektrische Leitfähigkeit

Die Untersuchung des pH-Wertes und der Leitfähigkeit geschah nach der Versuchsvorschrift aus STEUBING & FANGMEIER (1992). Dabei wurden für die Analyse 10 g Boden in ein Becherglas eingewogen und mit 50 ml destillierten Wasser aufgeschlämmt. Der entstandene Ansatz musste nun 30 Minuten stehen gelassen und regelmäßig durchmischt werden. Danach konnte im klaren Überstand zuerst die Leitfähigkeit mit dem Leitfähigkeitsmessgerät LF 39 (Sensortechnik Meinsberg GmbH), anschließend der pH-Wert mit einer Glaselektrode vom Typ Portatest 655 (Knick) gemessen werden (Abbildung A13).

5.2.2 Trockenmasse und Wassergehalt

Die Trockenmasse wird zur Berechnung der Enzymaktivitäten benötigt. Zur Bestimmung wurde jeweils eine bestimmte Masse an feuchtem Boden mit einer Präzisionswaage auf 0,01 g genau eingewogen, notiert und für 4 Stunden bei 105 °C getrocknet (Abbildung A14). Anschließend kühlten die Proben im Exsikkator ab und mussten erneut gewogen werden. Die Berechnung der Trockenmasse und des Wassergehalts erfolgt nach den Gleichungen von DUNGER & FIEDLER (1997).

Trockenmasse

Abbildung in dieser Leseprobe nicht enthalten

Wassergehalt

Abbildung in dieser Leseprobe nicht enthalten

5.2.3 Glühverlust

Durch die Methode des Glühverlustes nach STEUBING & FANGMEIER (1992) lässt sich näherungsweise der Gehalt an organischer Substanz (Humus) im Boden bestimmen. Eine bestimmte Menge naturfeuchter Boden wird auf Milligramm genau gewogen und in einen Porzellantiegel gegeben, welcher zuvor ebenfalls gewogen wurde. Danach wird die Probe für sechs Stunden im Muffelofen bei 600 °C erhitzt. Dabei bleibt nur noch anorganische Substanz übrig. Anschließend kühlt die Probe im Exsikkator ab und muss erneut gewogen werden. Der Glühverlust berechnet sich nach folgender Gleichung:

Abbildung in dieser Leseprobe nicht enthalten

5.2.4 Austauschbare Elementkonzentration

5.2.4.1 Aufschluss

Vor der Analyse wurden die Spurenelemente aus den Bodenproben mittels Aufschlussverfahren nach DIN EN 13346: 2000 extrahiert, um den austauchbar gebundenen Anteil der Ionen herauszulösen und organische Verbindungen durch einen Überschuss an Oxidationsmittel zu mineralisieren.^[96]

Dafür wurden 2 g luftgetrockneter auf 2 mm gesiebter Boden mit 5 ml destilliertem Wasser, 10 ml konzentrierter Salpetersäure und 3 ml konzentrierter Salzsäure versetzt und mikrowellengestützt bei maximal 190°C für 15 Minuten erhitzt. Nach dem Abkühlen wurde die Aufschlusslösung in ein 45 ml PP-Gefäß filtriert und mit destilliertem Wasser auf ein Endvolumen von 45 bzw. 40 ml aufgefüllt (Abbildung A15).

5.2.4.2 ICP-OES Bestimmung

Zur Bestimmung der Elementgehalte der verschiedenen Bodenproben aus den Aufschlusslösungen wurde das Verfahren der Atomemissionsspektralanalyse mit induktiv gekoppelten Plasma (ICP-OES) am Institut für Analytische Chemie der TU Bergakademie Freiberg angewandt (Abbildung A16). Für die Analysen fand der ICP-OES iCAP 6500 duo (Thermo Scientific) Verwendung (Abbildung A17).

Bei der ICP-OES Untersuchung handelt es sich um eine Multielement-Analysemethode, bei der die Eigenschaft der Elektronen der jeweiligen Elemente ausgenutzt werden, dass sie Energie aus einem induktiv gekoppelten Plasma aufnehmen können, dabei angeregt werden (Elektronensprünge in der äußeren Schalen) und unter Emission einer charakteristischen Strahlung (Spektrallinien) in ihren Grundzustand zurück fallen.^[97] Die Probe wird durch die abgegebene charakteristische Strahlungsenergie quantitativ und durch die emittierten Wellenlängen qualitativ beschrieben.^[98] Die flüssige Probe wird während der Analyse über ein Zerstäubersystem mittels Argon als Hilfsgas in ein Aerosol vernebelt.^[99] Dieses Gemisch wird in ein induktiv erzeugtes Argonplasma (6000 bis 8000 K) weitergeleitet, wobei die Elektronen der äußeren Schalen angeregt werden.^[100] Die emittierten Spektrallinien werden schließlich in ein Spektrometer übertragen, welcher die einzelnen Wellenlängen selektiert, detektiert und zu Analysezwecken die Auswertung an einen Computer überträgt, welcher die Elementkonzentrationen mittels DIN ISO 19730: 2009 errechnet.^{[101] [102]} Vor jeder Bestimmung muss das Analysegerät mit Standard-Multielementlösungen kalibriet werden.

5.2.5 Bodenart und Bodenfarbe

Die Bestimmung der Bodenart erfolgte nach der bodenkundlichen Kartieranleitung mithilfe der Fingerprobe nach drei Schritten. Zuerst wurde die dominierende Hauptbodenart nach den Methoden des Sichtvergleiches und der Reibeprobe bestimmt. Anschließend folgte die Bestimmung der weiteren Bodenbestandteile durch die Rollprobe gefolgt von einer sensorischen Prüfung bzw. Überprüfung der Körnigkeit. Die ermittelten charakteristischen Merkmale konnten danach mithilfe des Bestimmungsschlüssels der bodenkundlichen Kartieranleitung einer Bodenart zugeordnet werden. Um eine ausreichende Genauigkeit zu erhalten, ist schwach feuchtes Bodenmaterial notwendig.

Die Bestimmung der Bodenfarbe der Proben erfolgte nach dem Sichtvergleich mit den Munsell Soil Color charts.

5.3 Biotische Bodenparameter

Als biotische Bodenparameter werden in dieser Arbeit die Enzymaktivität und die mikrobielle Aktivität im Boden verstanden. Zur Bestimmung der Aktivität der sauren Phosphatase wurde das Verfahren nach ALEF (1991) und für die Katalase nach STEUBING & FANGMEIER (1992), basierend auf BECK (1971), angewendet. Bei der photometrischen Aktivitätsbestimmung wird Boden mit einer Pufferlösung (zum Puffern des optimalen pH-Wertes) und einem Substrat inkubiert, welches durch die im Boden vorhandenen Enzyme umgesetzt wird. Die Menge des gebildeten Reaktionsproduktes wird anschließend gemessen und stellt somit ein Maß für die Enzym- bzw. mikrobielle Aktivität dar.

5.3.1 Enzymaktivitäten & mikrobielle Aktivität

Die Enzymaktivität des Bodens vereint die Aktivitäten von zellfreien und zellgebundenen Enzymen, welche größtenteils mikrobiellen aber auch pflanzlichen und tierischen Ursprungs sind oder von Pilzen gebildet werden.^[103] Da sich diese Arbeit aber nur mit der mikrobiellen Aktivität beschäftigt, wurden Enzyme bzw. Umstände ausgesucht, welche ausschließlich die biochemischen Stoffumsetzungen, die durch Mikroorganismen katalysiert werden, betreffen sowie Reaktionen ausgewählt, die in vielen mikrobiellen Lebensgemeinschaften vorkommen.

5.3.1.1 Saure Phosphatase

Zur Bestimmung der Aktivität wurden je Bodenprobe 3 Messproben und eine Blindprobe angesetzt. Dazu wurde 1 g naturfeuchter Feinboden in einen 50 ml Erlenmeyerkolben eingewogen und mit 4 ml MUP-Puffer-Gebrauchslösung (pH 6,5) versetzt. Die Modifizierte Universalpuffer (MUP)-Stammlösung wurde zuvor aus 12,1 g Tris, 11,6 g Maleinsäure, 14 g Zitronensäure, 6,3 g Borsäure und 488 ml Natriumhydroxidlösung (1 N), welches mit destillierten Wasser auf ein Volumen von 1000 ml aufgefüllt wird, hergestellt. 200 ml Stammlösung wurden danach in ein Becherglas übertragen und der pH-Wert durch Salzsäure (0,1 N) auf pH 6,5 eingestellt und das Volumen ebenfalls mit destillierten Wasser auf 1000 ml aufgefüllt (Gebrauchslösung). p-Nitrophenylphosphatlösung dient dem Enzym als Substrat, welches es umsetzt. Die p-Nitrophenylphosphatlösung (25 mM) wurde aus 0,42 g p-Nitrophenylphosphat und 50 ml MUP-Gebrauchslösung hergestellt. Anschließend wurden alle Proben außer dem Blindwert mit 1 ml dieser Lösung versetzt und diese für eine Stunde bei 37°C inkubiert. Währenddessen wurden die Calciumchloridlösung (0,5 M) und die Natriumhydroxidlösung (0,5 M) aus 73,5 g Calciumchlorid mal 2 Wasser in 1000 ml destilliertem Wasser und 20 g Natriumhydroxid ebenfalls in 1000 ml destilliertem Wasser hergestellt. Nach der Inkubation wurden alle Proben jeweils mit 1 ml Calciumchloridlösung und mit 4 ml Natriumhydroxidlösung versetzt und sofort filtiert. Dem Blindwert wurde erst danach 1 ml p-Nitrophenylphosphatlösung zugegeben. Danach wurde die Extinktion der gelben Lösungen bei 400 nm im UV/VIS-Spektralphotometer des Typs Specord 30 (Analytik Jena AG) gemessen (Abbildung A18), da das bei der Hydrolyse freiwerdende p-Nitrophenol als gelbes p-Nitrophenolat-Anion in diesem Bereich photometrisch ermittelt werden kann (Abbildung A19 und A20). Die ermittelte Extinktion ist damit ein Maß für die Aktivität und kann mit Hilfe einer vorher durchgeführten Kalibration in diese umgerechnet werden. Die Aktivität der sauren Phosphatase lässt sich nach folgender Gleichung berechnen:

Abbildung in dieser Leseprobe nicht enthalten

Kalibrierung

Der p-Nitrophenol-Gehalt des Filtrates wird aus einer Kalibrierkurve ermittelt. Dazu wurde 4 ml Standard-p-Nitrophenol-Lösung auf 100 ml mit destilliertem Wasser im Messkolben aufgefüllt und die Lösung gründlich gemischt. Danach wurde je ein Aliquot von 0, 0,25, 1, 2, 3, 4, 5 ml dieser verdünnten Standardlösung in einen 10 ml Messzylinder pipettiert und das Volumen auf 5 ml mit destilliertem Wasser ausgeglichen. Anschließend wurden die Lösungen noch mit 1 ml Calciumchloridlösung (0,5 M) und 4 ml Natriumhydroxidlösung (0,5 M) versetzt. Zuletzt wurde die Lösung noch filtriert und bei 400 nm im UV/VIS-Spektralphotometer des Typs Specord 30 (Analytik Jena AG) gegen destilliertes Wasser gemessen.

Kalibrierkurve

Die verschiedenen Extinktionen wurden in Microsoft Excel als lineare Funktion dargestellt. Mithilfe der Funktion können die Extinktionen der Proben umgerechnet werden.

5.3.1.2 Alkalische Phosphatase

Das Analyseverfahren der alkalischen Phosphatase ist analog wie für die saure Phosphatase, nur dass der eingesetzte modifizierte Universalpuffer einen Pufferbereich von pH-Wert 11 hat. Dieser wird statt Salzsäure mit Natriumhydroxidlösung (0,1 N) auf den pH-Wert 11 eingestellt.

5.3.1.3 Katalase

Die Katalaseaktivitätsbestimmung beruht auf der Messung des freigesetzten Sauerstoffs nach der Zugabe von Wasserstoffperoxid. Für die Bestimmung der Katalaseaktivität wurden je Bodenprobe 2 Messproben und eine Blindprobe angesetzt. 10 g Feinboden wurden in einen 100 ml Erlenmeyerkolben eingewogen und mit 50 ml Phosphatpuffer pH 7 (3,47 g KH2PO4 und 6,97 g Na2HPO4 in 1000 ml dest. Wasser lösen) versetzt und auf den Magnetrührer gestellt, damit die Probe gleichmäßig gemischt ist. Zur Hemmung der Enzymaktivität wurde die Blindprobe zusätzlich mit 1 ml Natriumazidlösung 1 M (6,5 g NaN3/100 ml dest. Wasser) behandelt. Anschließend wurden 2 ml Wasserstoffperoxid als Substrat in die Suspension auf den Magnetrührer pipettiert. Danach musste der Kolben sofort mit einem Stopfen luftdicht verschlossen, der Sauerstoffgehalt mit dem Sauerstoff-Messgerät AM 39 (Sensortechnik Meinsberg GmbH) in einem Messintervall von zwei Sekunden gemessen und durch einen Computer aufgezeichnet werden (Abbildung A21 und A22). Die Messung war bei 200% Sauerstoffsättigung beendet, da die Elektrode ab diesem Wert nicht mehr misst.

Die Katalaseaktivität ergibt sich aus der gebildeten Sauerstoffmenge pro Sekunde. Die Messwerte wurden in Microsoft Excel übertragen und die Sauerstoffkonzentration gegen die Zeit in einem Diagramm aufgetragen. Die Aktivitäten von Messproben und Blindproben entsprechen dem Anstieg der Kurven im linearen Bereich. Die Aktivität der Katalase ergibt sich nach folgender Gleichung:

Abbildung in dieser Leseprobe nicht enthalten

6. Ergebnisse

Im folgenden Kapitel werden die Ergebnisse des Versuches dargestellt sowie signifikante Zusammenhänge und Unterschiede der Parameter mittels statistischer Auswerteverfahren aufgezeigt. Zur näheren Charakterisierung der Umweltbedingungen der verschieden Proben des Versuches wurden abiotische und biotische Umweltparameter bestimmt, welche für Einordnungszwecke mit Literaturwerten verglichen wurden.

6.1 Abiotische Parameter

Im Folgenden werden die untersuchten Proben hinsichtlich der Bodenparameter: Bodenart, Bodenfarbe, ausgewählte Schwermetallgehalte, pH-Wert und elektrische Leitfähigkeit und organische Substanz näher charakterisiert.

6.1.1 Startwerte der Stammproben

Erstaunlicherweise überschritten die beiden entnommenen Stammproben die Schwermetallkonzentrationen nach den Richtwerten der ÖNORM L 1075 nicht (Tabelle 1), da vermutet wurde, dass am industriell geprägten Standort, gestützt auf Berichte Radeberger Anwohner, eine Kontamination vorliegt. Deshalb wurde eine Kontamination mit Kupfer der industriell geprägten Proben veranlasst, um der Zielvorstellung dieser Arbeit gerecht zu werden.

Die pH-Werte der beiden Stammproben (NK, K) sind sehr stark sauer, wobei die nicht kontaminierte Bodenprobe noch saurer ist. Die kontaminierte Probe hat in etwa den pH-Wert der Kontrollfläche des RAME-Projektes. Da die Leitfähigkeiten der Bodenproben recht groß waren, stellte sich der pH-Wert relativ schnell ein (2-4 Minuten). Deutlich erkennbar ist, dass die Leitfähigkeit der kontaminierten Stammprobe um etwa 110 µS/cm höher ist als die der nichtkontaminierten Probe. Trotz der recht großen Leitfähigkeit gegenüber der Kontrollprobe des Projektes RAME können die Leitfähigkeiten als gering eingeordnet werden.^[104] Die Leitfähigkeit sowie der pH-Wert stiegen bei der angeblich kontaminierten Bodenprobe nach der Kontamination an (Tabelle 1).

Durch den sauren pH-Wert der Bodenproben konnte im Rahmen dieser Arbeit nur die Aktivität der sauren Phosphatase bestimmt werden als Indikator der mikrobiellen Aktivität, da sie in diesem Bereich am aktivsten ist.

Tabelle 1: Abiotische Bodenparameter der Stammproben (nichtkontaminierte Bodenprobe: NK, angeblich kontaminierte Bodenprobe: (K), kontaminierte Bodenprobe: K, Steinkohlehaldenkontrollfläche des Projektes RAME in Vietnam^[105]: K*, ÖNORM L 1075 Richtwerte für anorganische Elemente in landwirtschaftlich und gärtnerisch genutzten Böden: G, Kupfer: Cu, Blei: Pb, Arsen: As, Chrom: Cr)

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Die nichtkontaminierte Bodenprobe gehört mit einem höheren Anteil an Sanden und geringeren Anteil an Tonen (Tabelle 2) gegenüber der kontaminierten Bodenprobe zu der Bodenarten-Hauptgruppe Sande und Bodenarten-Gruppe der Schluffsande. Der mittel schluffige Sand bildet die Bodenart dieser Probe. Die Bodenfarbe der nichtkontaminierten Bodenprobe ist gekennzeichnet durch ein kräftiges Schwarz.

Hingegen wird die kontaminierte Probe der Bodenarten-Hauptgruppe Lehme und Bodenarten-Gruppe der Normallehme zugeordnet. Der mittel sandige Lehm bildet die Bodenart dieser Probe. Ein helleres Schwarzbraun charakterisiert die Bodenfarbe der kontaminierten Probe.

Tabelle 2: Bodenart und Bodenfarbe der Stammproben (nichtkontaminierte Bodenprobe: NK, kontaminierte Bodenprobe: K,)

Abbildung in dieser Leseprobe nicht enthalten

6.1.2 pH-Wert im Verlauf des Versuches

Die pH-Werte der Kontrollproben stiegen im Versuchsverlauf an (Diagramm 1), bei der nichtkontaminierten Probe um 0,43 und bei der kontaminierten Probe um 0,24. Dagegen führte die Stickstoffzufuhr bei der nichtkontaminierten Probe zu fast keiner Veränderung des pH-Wertes im gleichen Zeitraum. Der pH-Wert der kontaminierten Probe mit Stickstoffeintrag stieg stattdessen um etwa 0,3. Die Proben mit Kohlenstoffeintrag haben einen niedrigeren pH-Wert gegenüber den Kontrollproben des Versuches. Der Abfall des pH-Wertes der kontaminierten Bodenprobe mit Kohlenstoffzufuhr ist im Vergleich zur Kontrollprobe gegenüber der nichtkontaminierten größer. Die unterschiedliche Behandlung der Proben sowie die verschiedenen Standorte werden erkennbar.

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6.1.3 Elektrische Leitfähigkeit im Verlauf des Versuches

Die elektrische Leitfähigkeit aller kontaminierten Einzelproben ist höher als die der nichtkontaminierten Bodenproben. Des Weiteren ist die elektrische Leitfähigkeit der nichtkontaminierten Kontrollprobe leicht gestiegen, während die der kontaminierten Kontrollprobe über die Hälfte gesunken ist (Diagramm 2). Die elektrische Leitfähigkeit der Stickstoffproben ist gegenüber den Kontrollproben enorm angewachsen. Dabei überragt die kontaminierte Stickstoffprobe um etwa 1000 µS/cm die nichtkontaminierte Bodenprobe (Diagramm 2). Die elektrische Leitfähigkeit der nichtkontaminierten Probe mit Stickstoffeintrag kann daher als groß und die der kontaminierten Probe als sehr groß eingeordnet werden. Des Weiteren ist die elektrische Leitfähigkeit der Bodenproben mit Kohlenstoffeintrag angestiegen. Auch die elektrische Leitfähigkeit gibt die unterschiedliche Behandlung der Einzelproben wieder. Die verschiedenen Standorte werden nur gering sichtbar.

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Diagramm 2: Elektrische Leitfähigkeit der verschiedenen Einzelproben am Anfang und am Ende des Versuches (nichtkontaminierte Kontrollprobe: NK-K, nichtkontaminierte Probe mit Stickstoffzufuhr: NK-N, nichtkontaminierte Probe mit Kohlenstoffzufuhr: NK-C, kontaminierte Kontrollprobe: K-K, kontaminierte Probe mit Stickstoffzufuhr: K-N, kontaminierte Probe mit Kohlenstoffzufuhr: K-C)

6.1.4 Kupfergehalt im Verlauf des Versuches

Der Kupfergehalt der nichtkontaminierten Kontrollprobe und der kontaminierten Stickstoffprobe ist relativ gleich geblieben (Diagramm 3). Dagegen ist der Kupfergehalt der kontaminierten Kontrollprobe zum Ende des Versuches geringfügig um 7 mg/kg TS gesunken.

Die Metallkonzentration der nichtkontaminierten Probe mit Stickstoffzufuhr ist entgegengesetzt zur Kontrollprobe um 11 mg gestiegen. Die Kupfergehalte der Kohlenstoffproben sind gegenüber den Kontrollproben gesunken. Zum Teil lässt der Kupfergehalt Rückschlüsse auf eine unterschiedliche Behandlung zu. Die verschiedenen Standorte sind sehr deutlich erkennbar.

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Diagramm 3: Kupfergehalt der verschiedenen Einzelproben am Anfang und am Ende des Versuches (nichtkontaminierte Kontrollprobe: NK-K, nichtkontaminierte Probe mit Stickstoffzufuhr: NK-N, nichtkontaminierte Probe mit Kohlenstoffzufuhr: NK-C, kontaminierte Kontrollprobe: K-K, kontaminierte Probe mit Stickstoffzufuhr: K-N, kontaminierte Probe mit Kohlenstoffzufuhr: K-C)

6.1.5 Wassergehalt im Verlauf des Versuches

Der Wassergehalt des industriellen und des naturnahen Bodens unterscheidet sich ziemlich stark voneinander. Während die Proben des VEB-Geländes eher trocken sind mit Wassergehalten von 5,84 bis 26,46 %, sind die Proben der Dresdner Heide deutlich feuchter mit einem Wassergehalt zwischen 24,28 bis 52,55 % im Verlauf des Versuches (Diagramm 4).

Deutlich sichtbar wird, dass der Wassergehalt der nichtkontaminierten Kontrollprobe kurzzeitig vom 24.10.2012 bis zum 30.11.2012 ansteigt und danach stetig von 50,38 % bis auf 24,28 % am Ende des Versuches absinkt, trotz Bewässerung. Hingegen steigt der Wassergehalt der nichtkontaminierten Bodenprobe mit Stickstoffzufuhr gegenüber der Kontrollprobe an, liegt ab dem 24. Januar 2013 oberhalb der Kontrollprobe und schwankt bis zum Ende des Versuches zwischen 49 % und 52,6 %, während der der nichtkontaminierten Kohlenstoffprobe im Verlauf des Versuches stetig abnimmt von 43,5 % auf 26,84 %. Der Wassergehalt der nichtkontaminierten Bodenprobe mit Kohlenstoffeintrag liegt demzufolge am Ende weit unter dem der Kontrollprobe bezogen auf den Ausgangswert.

Der Wassergehalt der kontaminierten Kontrollprobe verhält sich in etwa wie der der nichtkontaminierten Kontrollprobe, er steigt erst von 14,6 % bis Ende November auf etwa 26,46 %, bis er schließlich zum Ende des Versuches immer weiter absinkt und die Probe trotz Wasserzufuhr sehr trocken wird. Dagegen liegt der Wassergehalt der kontaminierten Stickstoffprobe während des gesamten Versuches immer oberhalb dem der Kontrollprobe in Bezug auf den Ausgangswert. Er steigt bis zum 24. Januar 2013 und fällt danach leicht. Der Wassergehalt der kontaminierten Kohlenstoffprobe liegt im Wesentlichen oberhalb dem der Kontrollprobe bezogen auf den Ausgangswert und bleibt relativ auf gleichem Niveau.

Die unterschiedliche Behandlung der Böden ist nur teilweiße jedoch die verschiedenen Standorte sind sehr deutlich erkennbar.

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Diagramm 4: Wassergehalt der verschiedenen Einzelproben anhand der bei der Katalaseanalyse ermittelten Trockenmasse in Abhängigkeit der Inkubationszeit (nichtkontaminierte Kontrollprobe: NK-K, nichtkontaminierte Probe mit Stickstoffzufuhr: NK-N, nichtkontaminierte Probe mit Kohlenstoffzufuhr: NK-C, kontaminierte Kontrollprobe: K-K, kontaminierte Probe mit Stickstoffzufuhr: K-N, kontaminierte Probe mit Kohlenstoffzufuhr: K-C)

6.1.6 Organische Substanz am Ende des Versuches

Die nichtkontaminierten Bodenproben weisen einen höheren Gehalt an organischer Substanz auf als die kontaminierten Proben (Diagramm 5). Des Weiteren ist der Glühverlust der Kontrollproben am niedrigsten. Die nichtkontaminierten Stickstoff- und Kohlenstoffproben weisen fast dieselben Werte auf. Aber bei den kontaminierten Bodenproben ist der Gehalt an organischer Substanz der Kohlenstoffprobe um etwa das Doppelte größer als von der Stickstoffprobe. Die unterschiedliche Behandlung wird bei den kontaminierten Bodenproben deutlicher als bei den nichtkontaminierten. Des Weiteren wird aber der unterschiedliche Standort der Proben mehr als kenntlich.

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Diagramm 5: Gehalt an organischer Substanz der verschiedenen Einzelproben am Ende des Versuches (nichtkontaminierte Kontrollprobe: NK-K, nichtkontaminierte Probe mit Stickstoffzufuhr: NK-N, nichtkontaminierte Probe mit Kohlenstoffzufuhr: NK-C, kontaminierte Kontrollprobe: K-K, kontaminierte Probe mit Stickstoffzufuhr: K-N, kontaminierte Probe mit Kohlenstoffzufuhr: K-C)

6.2 Biotische Parameter

Im folgenden Abschnitt werden die Bodenproben hinsichtlich ihrer Enzym- und mikrobiellen Aktivität (saure Phosphatase, Katalase) näher charakterisiert. Es wurde aufgrund des sauren pH-Wertes der Bodenprobe statt der alkalischen die saure Phosphatase ausgewählt, da diese aktiver ist.

6.2.1 Startwerte der Stammproben

Die Katalaseaktivität der nichtkontaminierten Stammprobe ist doppelt und die Aktivität der sauren Phosphatase viermal so groß ist wie von der kontaminierten Stammprobe (Tabelle 3). Des Weiteren liegen die Aktivitäten der Katalase beider Proben deutlich unter denen von den Steinkohlehaldenkontrollflächen, aber die Aktivitäten der sauren Phosphatase weit darüber. Anhand der weiteren Literaturangaben liegt die nichtkontaminierte Bodenprobe mit ihrer Aktivität der sauren Phosphatase über der des angereicherten Humusoberbodenhorizonts des Buchenwaldes und der Zöbelböden, aber unterhalb der Fichtenwälder und Kulturböden. Die Aktivität der sauren Phosphatase der kontaminierten Stammprobe liegt ebenfalls über der des angereichten Humusoberbodenhorizonts des Buchenwaldes, aber innerhalb der Spanne des Laubmischwaldes des Zöbelbodens.

Tabelle 3: Biotische Bodenparameter (Katalase, saure Phosphatase) der Stammproben (nichtkontaminierter Boden: NK, kontaminierter Boden: K, Steinkohlehaldenkontrollfläche des Projektes RAME in Vietnam^[106]: K*1, Kulturböden nach TABATABAI und BREMNER 1969: K*2, Buchenwald Ah nach RASTIN et al. 1988: K*3, Fichtenwald von MERSI et al. 1991: K*4, IM-Zöbelboden Ah^[107]: K*5)

Abbildung in dieser Leseprobe nicht enthalten

[...]

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^[1] vgl. (Gisi, 1997, S. 294)

^[2] vgl. (Umweltbundesamt Für Mensch und Umwelt, 2012)

^[3] vgl.(Campbell, 2007, S. 113)

^[4] vgl. (Campbell, 2007, S. 115)

^[5] vgl. (Campbell, 2007, S. 115)

^[6] vgl. (Campbell, 2007, S. 115)

^[7] vgl. (Campbell, 2007, S. 115)

^[8] vgl. (Campbell, 2007, S. 116)

^[9] vgl. (Campbell, 2007, S. 116)

^[10] vgl. (Campbell, 2007, S. 117-118)

^[11] vgl. (Campbell, 2007, S. 117)

^[12] vgl. (Campbell, 2007, S. 117)

^[13] vgl. (Campbell, 2007, S. 117)

^[14] vgl. (Campbell, 2007, S. 117)

^[15] vgl. (Campbell, 2007, S. 117)

^[16] vgl. (Campbell, 2007, S. 119)

^[17] persönliche Mitteilung von Herrn Prof. Dr. Hermann Heilmeier, Leiter der Arbeitsgruppe Biologie/Ökologie des

IÖZ an der Technischen Universität Bergakademie Freiberg

^[18] vgl. (Bruice & Reiser, 2007, S. 1173-1175)

^[19] vgl. (Bruice & Reiser, 2007, S. 1188-1189)

^[20] vgl. (Faccio, Kruus, Buchert, & Saloheimo, 2010)

^[21] vgl. (Alef, 1991, S. 209)

^[22] vgl. (Blume, Henningsen, & Fischer, 1998, S. 777)

^[23] vgl. (Scheffer & Schachtschabel, 2010, S. 117)

^[24] vgl. (Alef, 1991, S. 209)

^[25] vgl. (Dunger & Fiedler, 1997, S. 278)

^[26] vgl. (Schinner, 1996a, S. 68-70)

^[27] vgl. (Blume, Henningsen, & Fischer, 1998, S. 778)

^[28] vgl. (Bannwarth, Kremer, & Schulz, 2013, S. 371)

^[29] vgl. (Schinner, 1996a, S. 146)

^[30] vgl. (Blume, Henningsen, & Fischer, 1998, S. 778)

^[31] vgl. (Dunger & Fiedler, 1997, S. 226)

^[32] vgl. (Alef, 1991, S. 226)

^[33] vgl. (Dunger & Fiedler, 1997, S. 288)

^[34] vgl. (Alef, 1991, S. 227)

^[35] vgl. (Beck, 1973, S. 270-288)

^[36] vgl. (Alef, 1991, S. 227)

^[37] vgl. (Dunger & Fiedler, 1997, S. 292)

^[38] vgl. (Alef, 1991, S. 256)

^[39] vgl. (Beck, 1971, S. 77)

^[40] vgl. (Alef, 1991, S. 61)

^[41] vgl. (Zdenek, 1995, S. 92)

^[42] vgl. (Zdenek, 1995, S. 92)

^[43] vgl. (Scheffer & Schachtschabel, 2002, S. 87)

^[44] vgl. (Alef, 1991, S. 226)

^[45] vgl. (Alef, 1991, S. 226)

^[46] vgl. (Gisi, 1997, S. 294)

^[47] vgl. (Schinner, 1997, S. 63)

^[48] vgl. (Schinner, 1997, S. 63)

^[49] vgl. (Gisi, 1997, S. 294)

^[50] vgl. (Gisi, 1997, S. 294)

^[51] vgl. (Gisi, 1997, S. 294)

^[52] vgl. (Gisi, 1997, S. 294)

^[53] vgl. (Gisi, 1997, S. 294)

^[54] vgl. (Gisi, 1997, S. 294-295)

^[55] vgl. (Gisi, 1997, S. 295)

^[56] vgl. (Gisi, 1997, S. 295-296)

^[57] vgl. (Gisi, 1997, S. 296)

^[58] vgl. (Gisi, 1997, S. 297)

^[59] vgl. (Schinner, 1997, S. 44)

^[60] vgl. (Schinner, 1997, S. 44)

^[61] vgl. (Schinner, 1997, S. 44)

^[62] vgl. (Schinner, 1997, S. 44)

^[63] vgl (Scheffer & Schachtschabel, 2010, S. 468)

^[64] vgl. (Schinner, 1997, S. 63)

^[65] vgl. (Schinner, 1996b, S. 291-294)

^[66] vgl. (Schinner, 1997, S. 255)

^[67] vgl. (Hoffmann & Viedt, 1998, S. 107)

^[68] vgl. (Schinner, 1997, S. 255)

^[69] vgl. (Blume, 1990, S. 601)

^[70] vgl. (Hoffmann & Viedt, 1998, S. 78)

^[71] vgl. (Hoffmann & Viedt, 1998, S. 78)

^[72] vgl. (Sachsen, 2013)

^[73] vgl. (Dresden, 2008)

^[74] vgl. ( Sächsisches Landesamt für Umwelt und Geologie, 2001)

^[75] vgl. (Mannsfeld & Syrbe, 2008, S. 166)

^[76] vgl. (Mannsfeld, 1986, S. 194)

^[77] vgl. (Schmidt, et al., 2002, S. 32)

^[78] vgl. (Pälchen & Walter, 2008, S. 4)

^[79] vgl. (Pälchen & Walter, 2008, S. 46)

^[80] vgl. (Mannsfeld, 1986, S. 195)

^[81] vgl. (Mannsfeld, 1986, S. 193)

^[82] vgl. (Mannsfeld, 1986, S. 195)

^[83] vgl. (Mannsfeld & Syrbe, 2008, S. 31)

^[84] vgl. (Mannsfeld & Syrbe, 2008, S. 28-31)

^[85] vgl. (Forkel, 2008)

^[86] vgl. (Sächsisches Landesamt für Umwelt und Geologie, 2012)

^[87] vgl. (Kiegel, 2001)

^[88] vgl. (Scheffer & Schachtschabel, 2010, S. 283)

^[89] vgl. (Kiegel, 2001)

^[90] vgl. (Scheffer & Schachtschabel, 2010, S. 289)

^[91] vgl. (Scheffer & Schachtschabel, 2010, S. 289)

^[92] vgl. (Scheffer & Schachtschabel, 2010, S. 232)

^[93] vgl. (Scheffer & Schachtschabel, 2010, S. 231-232)

^[94] vgl. (Scheffer & Schachtschabel, 2010, S. 289)

^[95] vgl. (Eckelmann, 2005)

^[96] vgl. (Valerian, 2010, S. 34)

^[97] vgl. (Schwedt, 2008, S. 223)

^[98] vgl. (Schwedt, 2008, S. 245)

^[99] vgl. (Schmidt W. , 2000, S. 346)

^[100] vgl. (Schwedt, 2008, S. 249)

^[101] vgl. (Nölte, 2002, S. 85)

^[102] vgl.(Schmidt W. , 2000, S. 346)

^[103] vgl. (Alef, 1991, S. 61)

^[104] vgl. (Kuntze, Roeschmann, & Schwerdtfeger, 1994, S. 341)

^[105] vgl. (Finkenbein, Kretschmer, Kuka, Klotz, & Heilmeier, 2012, S. 87-89)

^[106] vgl. (Finkenbein, Kretschmer, Kuka, Klotz, & Heilmeier, 2012, S. 87-89)

^[107] vgl. (Kandeler & Stemmer, 1998, S. 61)